معلومة

هل ستؤثر مثبطات الأميلاز على التفاعل اللوني بين النشا واليود؟

هل ستؤثر مثبطات الأميلاز على التفاعل اللوني بين النشا واليود؟


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

أقوم بتجربة لـ IB bio EE الخاص بي يتضمن قياس الألوان. أنا لست من ذوي الخبرة على الإطلاق في قياس الألوان ، لذلك لدي بعض المشاكل في التخطيط لها. التجربة على حركية الإنزيم ، وأنا أقوم باختبار تأثير المثبط على معدل هضم النشا بواسطة alpha-amylase. حاليًا ، خطتي هي فقط استخدام محلول النشا مع مؤشر اليود ، وإضافة الأميليز والمثبط وقياس التغيير في الامتصاصية لطول موجي معين بمرور الوقت باستخدام مقياس الألوان ، ومع ذلك ، أشعر بالقلق من أنه عند إضافة الأميليز و المانع سيؤثر على لون المحلول كثيرًا. هل ستكون هذه مشكلة ، وإذا كان الأمر كذلك ، فهل هناك طريقة أفضل يمكنني استخدامها للتحكم فيها؟

أقدر أي مساعدة ، فهذه هي المرة الأولى التي أخطط فيها بالفعل لتجربة وأجدها صعبة :)


لقياس نشاط الأميليز الخاص بك ، ستراقب اختفاء ركيزة الأميليز ، النشا. يتفاعل النشا مع اليود (وهو أصفر) لتكوين مركب أزرق (Amax 620 nm). هذا التفاعل هو أساس المقايسة اللونية لنشاط الأميليز. يجب أن تكون حذرًا جدًا بشأن حجم الحلول النهائية حتى لا تؤثر على نتائجك. على سبيل المثال ، ستضيف مثبطًا إلى أحدهما ولن تضيف ذلك إلى الآخر ولكن يجب عليك إضافة الماء بدلاً من المانع حتى لا تكون الدانسانة مشكلة. (يجب أن تكون الأحجام النهائية هي نفسها لأن كمية النشا في البداية ستكون هي نفسها) يمكنك استخدام بعض الأحماض مثل حمض الهيدروكلوريك لإيقاف نشاط الإنزيم حتى لا يغير اللون ولن يؤثر على نتائجك. بعد أن يتوقف الحمض عن التفاعل الإنزيمي ويتفاعل اليود مع النشا لإنتاج اللون الأزرق. أي نشا لم يتحلل بعد بواسطة الأميليز سوف يتحول إلى اللون الأزرق المتناسب مع كمية النشا المتبقية. يمكن قياس شدة اللون الأزرق بامتصاصه عند 620 نانومتر. كلما زاد التغيير في الامتصاص بين عينة تحتوي على الكمية الأولية من النشا (بدون إنزيم) والمزيج المتحلل بالماء الذي يحتوي على الإنزيم ، زادت كمية النشا المتحللة بواسطة الإنزيم ، وبالتالي زاد نشاط الإنزيم الذي يتم قياسه. تأكد من إعطاء الإنزيم الوقت الكافي والحرارة لتحفيز التفاعل. آسف على الأخطاء النحوية. اتمنى ان يكون ذلك مفيدا!

تحرير: لقد سألت عما إذا كان المانع يؤثر على التجربة. لقد قلت ذلك أعلاه. إذا كنت تستخدم مادة عديمة اللون لإفساد أو تثبيط الإنزيم ، فلن يؤثر ذلك على نتائجك. إذا لم تتمكن من القيام بذلك ، يمكنك إضافة المثبط بعد انتهاء التفاعل حتى لا يؤثر ذلك على التفاعل ولكن يمكنك التخلص من الاختلافات المحتملة في اللون


طريقة تحليل نشاط α-amylase التنافسية والقائمة على تثبيط المنتج

اقتراح منهجية لتحليل نشاط α-amylase اللعابي (sAMY) لجهاز محمول باليد يمكن استخدامه بسهولة وسرعة لتقييم الآثار النفسية للإنسان.

أساليب

تم اقتراح طريقة محسنة لتحليل sAMY باستخدام تثبيط تنافسي ومنتج في نظام كيمياء جافة باستخدام ورق كاشف يحتوي على 2-chloro-4-nitrophenyl-4-ا-β- د- جالاكتوبيرانوسيل مالتوسيد.

نتائج

ليس فقط مثبط (maltopentaose) التنافسي ، ولكن أيضًا مثبط المنتج (maltotriose) يقلل بشكل كبير من سرعة تفاعل sAMY. هناك تأثير مستقل بين المثبطين. يمكن تعزيز النطاق الخطي الديناميكي للتحليل بمقدار 2.5 مرة أكبر عن طريق إضافة مثبطات المنتج والمنافسة في وقت واحد وعن طريق إعداد تركيزاتها بشكل مناسب.

الاستنتاجات

يعتبر أن تطبيق التثبيط التنافسي والمنتج يمكن أن يكون فعالًا من وجهة نظر تعزيز نطاق التحليل وخفض التكاليف بشكل فعال.


العوامل المؤثرة في نشاط أجوبة Catalase و Amylase Lab

البروتينات (أو عديد الببتيدات) هي جزيئات عضوية كبيرة تتكون من وحدات فرعية من الأحماض الأمينية (مونومرات) مرتبة في ترتيب معين ويتم طيها في شكل معين. يتم ترتيب مونومرات الأحماض الأمينية هذه في تسلسل محدد يعرف باسم الهيكل الأساسي والذي يتم تحديده بواسطة الحمض النووي للجين الذي يقوم بترميز ذلك البروتين.

تتكون الأحماض الأمينية من ذرة C مركزية مرتبطة بمجموعة وظيفية "R" فريدة تحدد أي من الأحماض الأمينية العشرين الممكنة الموجودة في جسم الإنسان. تحتوي جميع الأحماض الأمينية على محطة أمينية ومحطة كربوكسيل ، والتي تلعب دورًا مهمًا في قدرتها على تكوين روابط ببتيدية مع الأحماض الأمينية المجاورة.

يمكن للأحماض الأمينية أن تشكل روابط ببتيدية مع الأحماض الأمينية المجاورة من خلال أطرافها الأمينية والكربوكسيلية ، حيث سيؤدي التكثيف إلى إزالة جزيء الماء وإنشاء سلاسل بولي ببتيد مستقرة [1] (انظر الشكل 2).

لا يتم تحديد شكل البروتين ووظيفته فقط من خلال هيكله الأساسي من روابط الأحماض الأمينية ، ولكن أيضًا من خلال القوى الجزيئية الضعيفة بين ذرات الهيدروجين في السلسلة الأمينية الرئيسية لمجموعات الكربونيل (C = O) والمعروفة بالبنية الثانوية. ينتج عن الترابط الهيدروجيني (قوة بين الجزيئات بين H و O و N و F) هيكلين ثانويين محتملين alpha helix أو ورقة بيتا [2].

سيكون الحلزون ألفا أو الملفوف الأيمن أو اللولبي نابضًا ومرنًا في حين أن الصفيحة التجريبية ستتمتع بقوة شد عالية بسبب الترابط الهيدروجيني. يمكن أن تنثني هذه الأجزاء من البروتين وتتحول إلى ملف فائق الهياكل الثلاثية، والتي يتم التحكم فيها بواسطة قوى بين الجزيئات (تساهمية ، أيونية ، فان دير وال) بين مجموعات R / السلاسل الجانبية للأحماض الأمينية.

غالبًا ما تحتوي البروتينات على أوزان جزيئية تتراوح بين الآلاف إلى 100 ألف [3] بروتينات أكبر قد تتكون من عدة ببتيدات متعددة. يُعرف تفاعل اثنين أو أكثر من عديد الببتيدات لتشكيل مجموعة وظيفية باسم أ هيكل رباعي تشكيل شكل كروي مفصل لنشاط محدد للغاية.

للبروتينات وظائف عديدة في جميع أنحاء الجسم مثل:

  • جزيئات النقل (الهيموغلوبين ينقل الأكسجين)
  • المحفزات الأنزيمية
  • جزيئات التخزين (على سبيل المثال: يتم تخزين الحديد في الكبد كمركب مع البروتين: فيريتين)
  • الحركة (على سبيل المثال: البروتينات هي المكون الرئيسي للعضلات)
  • الدعم الميكانيكي (على سبيل المثال: يحتوي الجلد والعظام على الكولاجين - بروتين ليفي)
  • وسيط استجابات الخلايا (على سبيل المثال: رودوبسين هو بروتين في العين يستخدم للرؤية)
  • هناك حاجة لبروتينات الجسم المضاد لحماية المناعة
  • يستخدم تمايز الخلايا البروتينات (الهرمونات) [4]

ومع ذلك ، يمكن أن تتأثر البروتينات بعوامل معينة مثل درجة الحرارة ودرجة الحموضة ، والمعروفة باسم تغيير الطبيعة. هذا يمكن أن يدمر الهيكل الأساسي للبروتين مما يجعله غير قادر على أداء مهمته الأصلية ويثبت أنه ضار للغاية بالخلية.

نوع معين من البروتين ، يُعرف باسم الإنزيم ، مسؤول عن تحفيز التفاعلات البيولوجية بمعامل 10 ^ 6. إنها تسمح بتفاعلات بيولوجية معقدة مع درجات حرارة آمنة لمنع تغيير طبيعة البروتين وتبخر الماء.

إنه يقلل من كمية الطاقة المطلوبة للمواد المتفاعلة لتشكيل المنتجات (مثل الزاوية الصحيحة ، والقوة الكافية) ويسهل التفاعل الناجح. البديل E.أ تُعرف نقطة الانتقال التي يوفرها الإنزيم باسم مجمع الركيزة الإنزيم.[5]

يحتوي الإنزيم على شكل محدد ثلاثي الأبعاد يتم تحديده من خلال هيكله الأساسي وكيفية تفاعل مجموعات "R" المتاحة مع بعضها البعض. ومع ذلك ، فإن الإنزيم يغير شكله ديناميكيًا ليتناسب بشكل أفضل مع الركيزة المعروفة باسم نموذج مناسب مستحث. تُعرف المنطقة المحددة التي يتفاعل فيها الإنزيم مع الركيزة المحددة باسم موقع نشط.

الموقع النشط للإنزيم خاص بالركيزة لضمان أقصى قدر من الكفاءة في تحفيزها تجاه منتجاتها ، ومع ذلك ، لا يتم استهلاك الإنزيم أبدًا أثناء التفاعل. [6] الرسم البياني أدناه (الشكل 6) يوضح الخطوات التي ترتبط فيها الركيزة بالموقع النشط ، وتشكل مركب ركيزة إنزيمية ، وتشكل المنتج (المنتجات) وتطلقها.

تبحث التجربة المكونة من ثلاثة أجزاء في هذا المعمل عن نشاط إنزيمين كاتالاز وأميلاز. ستعمل التجارب الأولى والثانية على تقييم نوعي / كمي لنشاط هذه الإنزيمات. ينتج بيروكسيد الهيدروجين بشكل طبيعي في الكائنات الحية كمنتج ثانوي لعملية التمثيل الغذائي للأكسجين ويحتاج إلى تفكيك لأن المستويات العالية منه شديدة السمية. [7]

الأميليز ، كربوهيدرات ، يحفز التحلل المائي للنشا. يمكن كتابة رد الفعل على النحو التالي: (C6ح10ا5)ن + (ن -1) ح2O & gt nC6ح12ا6

سيحلل التفاعل الثالث معدل نشاط الإنزيم من خلال تحلل H مرة أخرى22 في منتجاتها ولكن هذه المرة ، من الناحية الكمية.

الغرض من هذه التجربة هو تحليل تأثير المتغيرات المتعددة لتحديد ما إذا كان لها تأثير على المعدل الذي يحفز عنده الكاتلاز H22 تقسيم.

تشمل هذه العوامل إعادة استخدام الإنزيم ، وزيادة مساحة سطحه ، وتأثير درجة الحرارة أو تركيزه. ستتم مقارنة مصادر الكاتلاز (أي الكبد والبطاطس) بمحفز غير عضوي (ثاني أكسيد المنغنيز) لمعرفة تأثير كل تغيير متغير.

الغرض من هذه التجربة هو تحليل تأثير الأس الهيدروجيني على المعدل الذي يحفز فيه الأميليز تحلل النشا إلى سكريات أحادية أبسط. من خلال استخدام عنصر تحكم والعديد من المخازن المؤقتة ، ستحلل هذه التجربة كميًا عبر مؤشر Lugol Iodine تأثير الأس الهيدروجيني على بنية الإنزيم والظروف المثلى لنشاط الإنزيم.

الغرض من هذه التجربة هو تحليل تأثير تركيز الركيزة على نشاط الكاتلاز من الخميرة. من خلال استخدام التحكم والعديد من التخفيفات لـ H.22 الحلول ستحدد بشكل كمي العلاقة بين [H22] والمعدل الذي يحفز عنده الكاتلاز الركيزة.

وقت Stagger:

1) ابتكر وقتًا مناسبًا للترابط يبلغ حوالي 30 ثانية ، بحيث يمكن اختبار محزينين مؤقتين في نفس الوقت. (pH 3،5 و pH 7،9) ستكون هناك حاجة لساعتي توقف.

2) ضع الأميليز في أنبوب اختبار النشا الأول وحركه لعدة ثوان بمجرد وضع الأميليز في أنبوب الاختبار ، وابدأ على الفور في ساعة التوقف.

3) عند علامة 30 ثانية ، ضع الأميليز في أنبوب الاختبار الثاني وحركه لعدة ثوانٍ على الفور ابدأ ساعة التوقف ، بمجرد وضع الأميليز في أنبوب الاختبار.

4) تابع التجربة وصرف الحلول في الآبار الدقيقة المناسبة في كل فترة من 1 دقيقة.

5) كرر ذلك مع الزوج الثاني من مخازن الأس الهيدروجيني التي يتم اختبارها.

1) الحصول على جميع المواد اللازمة (3٪ ح22 الحلول ، H.22 التخفيفات ، ساعة التوقف ، ورق الترشيح ، الثقب ، دورق 50 مل ، أسطوانة مدرجة 25 مل ، تعليق الخميرة)

2) ضع ورق الترشيح في تعليق الخميرة لمدة دقيقتين.

3) خذ ورق الترشيح وضعه في الجزء السفلي من 25 مل H.22 المحلول.

4) لاحظ الوقت الذي تستغرقه الورقة للارتفاع إلى قمة 25 مل H.22 المحلول.

7) كرر الخطوات من 2 إلى 6 للتخفيفات 1: 5 و 1:10 و 1:50.

لعمل التخفيفات لكل اختبار ، يمكن إجراء عملية حسابية بسيطة لتحديد H22 تحتاج الحل:

تخفيف 1: 5: (25 مل / 5) = 5 مل من 3٪ H.22 محلول و 20 مل من الماء

1:10 التخفيف: (25 مل / 10) = 2.5 مل من 3٪ H.22 محلول و 22.5 مل من الماء

1:50 تخفيف: (25 مل / 50) = 0.5 مل من 3٪ H.22 محلول و 24.5 مل من الماء

ملاحظات

الجدول 1.0: الأوصاف النوعية لمعدلات التفاعلات النسبية للكاتالاز

الجدول 2.0: نتائج اختبار النشا مع Lugol's Iodine of Amylase عند درجة حموضة مختلفة (3،5،7،9)

الرقم الهيدروجينيالوقت (دقيقة)
123456789101112131415
3أزرق
5أزرقبنى
7أزرقبنى
9أزرقبنى

الجدول 3.0: نتائج اختبار الأميليز مع الورق المرشح في تعليق الخميرة الموضوعة في H.22 حلول

ملخص النتائج

تحليل الأخطاء

خطأ: الجزء 1

أحجام عينات الكبد غير دقيقة والتلامس بالأصابع

كان الخطأ الأول الذي كان يمثل مشكلة في التأكد من النتائج الدقيقة في الجزء الأول هو عدم القدرة على قطع 1 سم 3 قطع متطابقة من الكبد. على الرغم من استخدام المسطرة ، فإن الملمس الزلق والشكل غير المنتظم لعينة الكبد جعل من المستحيل قطع القطع المطابقة ، وبالتالي كانت بعض القطع أكبر أو أصغر قليلاً من غيرها.

ثبت أن هذا يمثل معضلة لأن متغير التحكم لعدة أجزاء من التجربة قد تم تغييره وبالتالي قدم بيانات غير دقيقة. كان من شأن وجود قطعة أكبر من الكبد أن يمنح الكبد مساحة سطح أكبر للتفاعل مع H.22 وبالتالي كان من الممكن أن يكون المحلول قد خلق عمودًا أكبر من فقاعات الأكسجين التي تحتوي على قطعة أصغر كان من الممكن أن يؤدي إلى العكس.

وأيضًا ، يمكن أن يتسبب أي تلامس بين عينة الكبد والمُجرِّبين في نقل الزيوت من أصابعهم إلى قطعة الكبد. قد تكون الزيوت غير القابلة للذوبان قد أخرت أو أعاقت الأسطح الملامسة تمامًا من تحفيز تحلل H22 الحل ومرة ​​أخرى قدم بيانات غير دقيقة.

خطأ: الجزء 2

ترنح الوقت قليلا

هذه النتيجة هي خطأ بشري تمامًا ولكنها مشكلة بسبب صعوبة إدارة الوقت المذهل لهذه التجربة بشكل صحيح. كان وقت الترنح الذي حددته معظم المجموعات 30 ثانية ، مما يتيح وقتًا كافيًا لخلط النشا مع الأميليز ثم وضعه في البئر الدقيق التقريبي. ومع ذلك ، إذا كانت المجموعة قد توقفت بمقدار 5-10 ثوانٍ ، بسبب عدم كفاءة الإنسان ، فقد يؤدي ذلك إلى بيانات غير دقيقة.

على الرغم من أنه من غير المحتمل ، فإن التوقف لمدة 10 ثوانٍ خلال وقت التكرار الأول قد يتسبب في إيقاف تشغيل المؤقت بمقدار 10 ثوانٍ في كل مرة يصل فيها إلى فاصل 1 دقيقة بعد 6 جولات من الملاحظات ، فإن الوقت سينتهي بدقيقة كاملة. قد لا يكون هذا مهمًا للتغيرات الزمنية الأصغر (مثل 1-3 ثوانٍ) ولكن يمكن أن يكون مشكلة كبيرة للحصول على قيم دقيقة عندما يعمل الأميليز بشكل صحيح عند درجة الحموضة 7 أو 5.

خطأ: الجزء 3

يعد لمس الورق مرة أخرى خطأ بشريًا تمامًا ، ولكن كان من الممكن أن يحدث بسهولة لأن الملقط جعل من الصعب للغاية فصل ورق الترشيح إلى أوراق مفردة. كان من الممكن أن يؤدي لمس ورق الترشيح إلى نقل الزيوت من أيدي المجربين إلى ورق الترشيح وتغطيتها بطبقة غير قابلة للذوبان في الماء.

قد يؤدي هذا إلى تأخير أو إعاقة الأسطح التي تم لمسها تمامًا من تحفيز تحلل H22 الحل ، يستغرق وقتًا أطول حتى يرتفع ورق الترشيح إلى أعلى المحلول مما يوفر نتائج غير دقيقة.

كان هذا خطأ بسيطًا للغاية ، ويمكن تصحيحه بسهولة. على الرغم من عدم تقليب معلق الخميرة ، فقد يؤدي ذلك إلى غرق جزيئات الخميرة في القاع وهذا يمكن أن يغير تركيز الخميرة على ورق الترشيح. من خلال عدم التقليب ، تم غمر ورق الترشيح بتركيز أقل ومن خلال التقليب فإنه سيزيد التركيز المحتمل الذي يمكن أن يمتصه ورق الترشيح.

قد يؤدي هذا إلى إنشاء عنصر تحكم خاطئ وتوفير بيانات غير دقيقة. سيستغرق تركيز الخميرة الأقل وقتًا أطول للارتفاع إلى أعلى فقاعات الأكسجين التي يتم توفيرها من تحفيز تحلل H22 المحلول.

بالنسبة للجزء الأكبر ، ظهرت نتائج هذه التجربة كما هو متوقع. في الاختبار الأول ، باستخدام المحفز غير العضوي (MnO2) والرمل ، لم يكن هناك سوى رد فعل ضئيل لوحظ مع MnO2. كان الرمل خاملًا ولم ينتج عنه أي تفاعل لأنه يفتقر إلى أي مكون يسبب H22 حل تتحلل إلى منتجاتها MnO2 أنتج فقط 0.5 سم (الجدول 1) من فقاعات الأكسجين لأنه على الرغم من كونه حافزًا لهذا التفاعل ، إلا أنه يتمتع بأقل قدر من الكفاءة.

في الاختبار الثاني ، تفاعلت كل من البطاطس والكبد مع نتائج واضحة نظرًا لاحتوائهما على الكاتلاز. ومع ذلك ، فإن التفاعل مع الكبد أنتج تفاعلًا أكثر قوة يمكن أن يعزى إلى احتوائه على مادة الكاتلاز أكثر من شريحة البطاطس المقارنة. للاختبار الثالث ، إضافة المزيد من الكبد إلى تفاعل محفز بالفعل لـ H.22 لم تسفر عن أي نتائج ، في حين أن إضافة المزيد من H22 فعل الحل.

وذلك لأن إضافة المزيد من الكاتلاز إلى التفاعل ولكن ليس المزيد من الركيزة لا يعطي الإنزيم شيئًا للتفاعل معه وبالتالي لا ينتج أي تفاعل. ومع ذلك ، فإن إضافة المزيد من H22 ينتج المحلول تفاعلًا لأن الكاتلاز لا يستهلك أبدًا بالتفاعل الذي يحفزه ، وبالتالي يمكنه الاستمرار في تحفيز الركيزة عند إضافة المزيد.

أنتج سحق كل من الكبد والبطاطس تفاعلًا أسرع مع أعمدة أكسجين أطول من القطع المكعبة لأن هذا زاد من مساحة سطح الكاتلاز. سمحت هذه الزيادة في مساحة السطح بنسبة أكبر من الكاتلاز للتفاعل مع H.22 الحل وينتج عن نتيجة أكثر قوة. أما بالنسبة لمتغير درجة الحرارة ، فقد تسبب غليان الكبد في عدم حدوث تفاعل لأنه تم تغيير طبيعته.

تسببت الحرارة الزائدة في كسر روابط الببتيد في الكاتلاز أو إعادة ترتيبها ، مما أدى إلى تغيير موقعه النشط وجعله غير قادر على تحلل H22 المحلول. كان للكبد عند 37 درجة مئوية رد فعل مثالي لأن هذا هو متوسط ​​درجة حرارة الجسم وبالتالي درجة الحرارة المثلى لهذا الإنزيم. لا يزال الكبد عند 0 درجة مئوية ينتج نتائج مرئية ، لكن عمود الأكسجين الذي أنتجه كان أصغر من الذي تم إنتاجه عندما كان الكاتلاز في درجة حرارته المثلى.

أخيرًا ، أدت الزيادات المتزايدة للكبد إلى ضعف كمية فقاعات الأكسجين لكل تفاعل متسلسل. أسفر 0.5 سم 3 عن 4 سم (الجدول 1) من الفقاعات ، ومضاعفة إلى 1 سم 3 أنتجت ضعف عدد الفقاعات (8 سم) (الجدول 1) و 2.0 سم 3 أنتجت + 14 سم (الجدول 1) من الفقاعات. من خلال مضاعفة حجم الكبد لكل تفاعل ، فإنه يضاعف كمية الكاتلاز المتاحة للتفاعل ، مما ينتج عنه ضعف عدد فقاعات الأكسجين بسرعة.

بالنسبة لهذه التجربة ، تم تسجيل العديد من النتائج المختلفة لتحلل النشا المحفز إلى سكريات أحادية أبسط عبر الأميليز. عند درجة حموضة 3 ، لم يلاحظ أي تفاعل مرئي في الآبار الدقيقة ، ويرجع ذلك إلى حموضة بيئة أنبوب الاختبار. يتراوح نطاق الأس الهيدروجيني العامل لإنزيم ألفا أميليز (الموجود في اللعاب والبنكرياس) بين 6.7 - 7.0 مع درجة حموضة مثالية تبلغ 6.8 (حمضي قليلاً).

عند الرقم الهيدروجيني 3 (أكثر من 1000 مرة من الحموضة) من نطاق الأس الهيدروجيني العامل ، فإن الأميلاز يتغير طبيعة ولم يعد قادرًا على الارتباط مع الركيزة في موقعه النشط لتحفيز التفاعل. هذا هو بالضبط ما لوحظ ، لأنه خلال المراقبة الكاملة التي تبلغ 15 دقيقة ، لم يكن هناك تغيير في اللون مع إضافة محلول Lugol- Iodine.

عند الرقم الهيدروجيني 5 و 7 ، كانت هناك تغيرات مرئية في اللون ظهرت خلال الدقائق الخمس الأولى (الجدول 2). أسفر الرقم الهيدروجيني 7 عن نتائج مرئية أسرع بدقيقة كاملة من الرقم الهيدروجيني 5 لأنه كان أقرب إلى الرقم الهيدروجيني الأمثل للإنزيم. كما هو موضح في الشكل 14 ، تكون فعالية الإنزيم هي الأكبر عند درجة الحموضة المثلى وتتدهور ببطء حيث يتحول الأس الهيدروجيني المحيط إما إلى أقل أو أعلى.

عند الرقم الهيدروجيني 5 ، لم يكن حامضيًا بدرجة كافية لإفساد بنية الأميليز تمامًا ولكنه أعاق قدرته على تحفيز التفاعل ، وبالتالي أدى إلى استغراقه لدقيقة كاملة أطول لإنتاج اللون البني الفاتح. عند الرقم الهيدروجيني 7 ، كان من الواضح أنه أقرب بكثير إلى الرقم الهيدروجيني الأمثل وبالتالي حفز التفاعل بأسرع معدل من جميع الاختبارات الأربعة.

عند الرقم الهيدروجيني 9 (الأساسي) ، استغرق الأمر 9 دقائق من الأميليز لإنتاج مؤشر تحويل النشا إلى سكريات أحادية أبسط. كان من المتوقع أنه عند هذا الرقم الهيدروجيني يكون الأميليز قد تغير طبيعته ، ولكن التغيير في [OH] قد يقلل من نشاط الإنزيم (الشكل 14) لكنه لم يفسد صحته تمامًا ويمنعه من تحفيز التفاعل.

خلال الجزء 3 ، حدث التفاعل وفقًا لزيادة أو تقليل H22 التركيز داخل دورق سعة 25 مل. كما هو موضح في (الرسم 1) ، كلما زاد تخفيف H.22 المحلول ، كلما استغرقت ورقة الترشيح وقتًا أطول للوصول إلى قمة الدورق. عند التفاعل الخاضع للرقابة من نقي 3٪ H22 استغرق الحل ما معدله 4.83 ثانية لنتحقق ، وهو أسرع الحلول الأربعة.

يمكن توقع ذلك لأن الأميليز الموجود على ورق الترشيح من تعليق الخميرة سيكون قادرًا على تحفيز أكبر نسبة تركيز من H22 المحلول. تم توضيح ذلك من خلال البيانات التجريبية نظرًا لوجود المزيد من الركيزة لتحفيز الأميليز وبالتالي إنتاج المزيد من فقاعات الأكسجين.

كلما زاد عامل التخفيف ، (1: 5) (1:10) (1:50) ازداد مقدار الوقت الذي استغرقته ورقة الترشيح للوصول إلى قمة التعليق. كما يتضح من البيانات التجريبية من الجدول 2 أو الرسم 1 ، قلل كل تخفيف لاحقًا تركيز كمية H22 محلول لكل 25 مل وقدم ركيزة أقل يمكن أن يحفز فيها الأميليز.

أدى هذا إلى انخفاض عدد H22 يتم تحفيزها على منتجاتها وتقليل فقاعات الأكسجين التي يتم تكوينها لرفعها إلى السطح.

[1] Transgalactic Ltd ، الأحرف الأولى. (2005). ما هو البروتين؟. تم الاسترجاع من http://www.bionewsonline.com/5/what_is_protein.htm

[2] كامبل ، إن إيه وريس جي بي (2005) علم الأحياء. الطبعة السابعة. بيرسون إديوكيشن ، إنك

[3] G. ، Deleage. (1994). المحاضرة 1: التركيب الثانوي للبروتينات. تم الاسترجاع من http://www.chembio.uoguelph.ca/educmat/phy456/456lec01.htm

[4] بورت ، ت. (2003). ما هو انزيم محفز؟. تم الاسترجاع من http://biochemistry.suite101.com/article.cfm/what_is_an_enzyme

[5] دي جيويزيبي م. (2003). علم الأحياء 12. تورنتو ، أونتارتيو: نيلسون.

[6] دي جيويزيبي م. (2003). علم الأحياء 12. تورنتو ، أونتارتيو: نيلسون.

[7] ويليامز د. (2003 ، 17 يوليو). الفوائد العديدة لبيروكسيد الهيدروجين. تم الاسترجاع من http://educate-yourself.org/cancer/benefitsofhydrogenperozide17jul03.shtml

ساعدنا في إصلاح ابتسامته بمقالاتك القديمة ، فهذا يستغرق ثوانٍ!

-نحن نبحث عن المقالات والمختبرات والواجبات السابقة التي نجحت فيها!

المنشورات ذات الصلة

الغرض في هذا المعمل سوف نلاحظ نواتج تحلل فوق كلورات البوتاسيوم (KClO4). & hellip

مقدمة أراتوستينس ، الجغرافي اليوناني (حوالي 276 إلى 194 قبل الميلاد) ، قدم تقديرًا دقيقًا بشكل مدهش.

الغرض: البحث عن الفضة المنتجة ومقارنتها بالتنبؤ. Cu + 2AgNo3 → Cu (NO3) 2 + 2Ag & hellip

مقدمة سيجيب هذا المعمل عما إذا كانت السرعة الأولية تؤثر على الوقت الذي & hellip أم لا

مقدمة كان الغرض من المختبر هو العثور على المعدن الأكثر تفاعلًا والأكثر تفاعلًا

المؤلف: وليام أندرسون (فريق التحرير مساعد العمل المدرسي)

مدرس وكاتب مستقل. مدرس علوم وعشاق المقالات. آخر مراجعة للمادة: 2020 | مؤسسة سانت روزماري © 2010-2021 | المشاع الإبداعي 4.0


تعبير Bacillus: نموذج إيجابي غرام

أوجينيو فيراري ، بريان ميلر ، في أنظمة التعبير الجيني ، 1999

مروج الأميليز

يمثل محفز الأميليز فئة أخرى من مراحل النمو والمروجين المنظمين للتغذية عصية. محفز الأميليز لـ B. الرقيقة يتم تشغيله في نهاية النمو الأسي ويتم قمع تعبيره بواسطة الجلوكوز (de Vos وآخرون. ، 1997). محفز الأميليز مفيد في التعبير الصناعي للبروتينات المفرزة أثناء مرحلة الإنتاج الطويلة الثابتة (Arbige وآخرون. ، 1993). تم وصف عدد من النواقل التي تستخدم محفز الأميليز وإشارات إفراز الأميليز (Behnke ، 1992). يجب مراعاة متطلبات الإفراز من عصية ، مثل بنية تسلسل الإشارة وأنشطة التحلل البروتيني للمضيف عصية سلالة (وونغ ، 1995). البروتينات المنتجة من محفزات الأميليز في عصية تضمنت أنواعًا مختلفة مشتقة من البشر والثدييات الأخرى (Behnke، 1992، Nakazawa وآخرون. ، 1991 نوفيكوف وآخرون., 1990 ).


المعرض القياسي الجديد

أنبوب الغليان مخاطر السلامة / الاحتياطات: الإنزيمات & # 8211 جميع الإنزيمات من مسببات الحساسية المحتملة ، لذا يجب تقليل التلامس مع الاستنشاق إلى الحد الأدنى. يمكن أن يسبب الربو وتسبب تهيجا في الأنف والعينين لا ترغبي أيضا إذا انسكب على الجلد يغسل على الفور. لذا فإن القفازات والنظارات الواقية ضرورية. وعند التخلص منه يجب تخفيفه في 10 لترات من الماء.

محلول اليود & # 8211 بخار ضار بالعين وعند استنشاقه. استخدمه في خزانة دخان وارتداء نظارات واقية للعين. يجب تخفيفه مرة أخرى قبل التخلص منه. تجنب ملامسة جلد ويت حيث يمكن أن تحدث البقع أملاح الرصاص # 8211 سامة ، لا تبتلع ، تجنب استنشاق الغبار ، استخدم واقي العين ، تخلص منها عن طريق التخفيف الشديد مبررات الطريقة المعدات المستخدمة دقيقة بما يكفي للتجربة عن طريق القياس وإضافة حبل. أختار الكميات والتركيزات على وجه التحديد بحيث يصبح التعامل مع الأرقام أسهل على سبيل المثال عند حساب التركيزات ، كما أنه يجعل الاختبار أكثر عدالة إذا تغيرت التغييرات في التركيزات بالتساوي في كل مرة. أضفت محلول نترات الرصاص والأميلاز في نفس الوقت ، لذا لا أعطي وقتًا إضافيًا لعمل أيونات الرصاص (إذا كان لها تأثير مثبط).

سنكتب مقال مخصص على وجه التحديد
من أجلك مقابل $ 13.90 / الصفحة فقط!

وأيضًا لتجنب تفاعل النشا قبل إضافة أيونات الرصاص ، لذا فهو اختبار عادل. السبب وراء غليان الأنبوب 6 وأنابيب الاختبار F و IF هو مجرد تجربة مضبوطة لمعرفة التفاعل النقي لمحلول النشا مع إنزيم Amylase حتى يمكن إجراء مقارنات. يرجع سبب استخدام محلول اليود إلى تفاعلات محاليل اليود عندما يتلامس مع النشا حيث يتحول إلى اللون الأزرق / الأسود. لذلك يمكننا أن نرى بظلام اللون يتغير مقدار النشا المتبقي في تنبؤ الحل لعمل تنبؤ نحتاج إلى معرفة المزيد عن المواد التي نتعامل معها ، لذا يمكننا أن نبني تنبؤًا على مثل هذه المعلومات. الآن يمكننا أن ننظر إلى الإنزيم نفسه حتى نتمكن من الحصول على فكرة عن بنية الإنزيم.

الأميليز عبارة عن بروتين يعمل كمحفز لذلك يسمى الإنزيم. تعمل الإنزيمات كمحفزات للعديد من التفاعلات المختلفة في جميع أنحاء الجسم ، وذلك لأن الحرارة أو الطاقة اللازمة لأداء التفاعل عالية جدًا بحيث لا يستطيع الجسم تحملها ، لذلك يتم استخدام محفز لخفض هذه الطاقة التي تسمى طاقة التنشيط. الأميليز هو إنزيم يحلل النشا. النشا عبارة عن مزيج من نوعين من بوليمرات الجلوكوز ، يمكننا فقط امتصاص جزيئات صغيرة ، لذا فإن عمل الأميليز أثناء الهضم ضروري للبقاء على قيد الحياة. تصنع جميع الكائنات الحية الأميليز ، الذي يكسر سلسلة الجلوكوز في المركز * 1. يمكننا أيضًا استخدام هذا المصدر لإعطاء شرح شامل لهيكل Amylase * 2 lo & # 8211 الإنزيم عبارة عن رحلة عالمية. تحتوي سلسلة البولي ببتيد المفردة الخاصة بها على حوالي 496 من بقايا الأحماض الأمينية على مجموعتين من SSH (بطيئًا) وأربع روابط ثاني كبريتيد وتحتوي على الكالسيوم المرتبط بإحكام.

. يحتوي 20 & # 8211 Amylase ، مثل العديد من البروتينات والإنزيمات ، في الغالب على ترتيبات واسعة من الحلزونات والصفائح B. ترتبط الهياكل الثانوية ببعضها البعض بإحكام بواسطة روابط هيدروجينية. تكون الروابط الهيدروجينية بين بقايا الأحماض الأمينية مستقرة بشكل خاص في الجزء الداخلي الكارهة للماء للبروتين ، حيث لا تدخل جزيئات الماء ND وبالتالي لا يمكنها التنافس على الرابطة الهيدروجينية. يتكون هيكل 30 & # 8211 Amylase & # 8217s من مجال واحد من الألواح a و b- المتصلة. ترتبط الصفائح واللوالب بمجموعة من الحلقات والمنعطفات من بقايا الأحماض الأمينية المحبة للماء ، ومعظمها من الحامض والبرالين والجليكوجين لأنها تنتج تغيرًا مفاجئًا في اتجاه سلسلة البولي ببتيد. لن تكون الركيزة قادرة على التوافق مع الموقع النشط.

إن ما يتسبب في تغيير الطبيعة هو عمل أيونات المعادن الثقيلة على مجموعات معينة من إنزيم البروتين نفسه الموصوف أدناه المعادن الثقيلة ، مثل الرصاص (BP) والزئبق (Hug) تمارس تأثير التسمم من خلال الارتباط بمجموعات غير مستقرة أو متراخية من البروتينات ، بما في ذلك الإنزيمات الحيوية. بمجرد الارتباط ببروتين وظيفي أساسي ، مثل الإنزيم ، فإنها تفسد و / أو تمنعه. 8 تم ذكر مجموعات الكبريت في الهيكل الأساسي لإنزيم الأميليز. يتسبب عمل هذه الترابط مع الأيونات في تغيير طبيعة الإنزيم. من كل هذه المعلومات يمكننا أن نتنبأ بدقة بأن أيونات الرصاص سيكون لها على الأرجح تأثير مثبط على الأميليز وسيكون التأثير لا رجوع فيه. نتيجة للاختبار ، أعتقد بعد ذلك أنه كلما زاد تركيز محلول نترات الرصاص ، كلما استغرق الأمر وقتًا أطول حتى تتمكن الإنزيمات من تحديد محلول النشا تمامًا ، وأعتقد أيضًا أن الكشف عن أيونات الرصاص (الوقت الذي يستغرقه النشا للتفاعل ) يتناسب مع تركيز IE

إذا ضاعفنا التركيز ، فإن الوقت المستغرق سيتضاعف تقريبًا أيضًا. لذلك أتوقع رسمًا بيانيًا للوقت الذي يستغرقه النشا للتفاعل بشكل كامل مع تركيز أيونات الرصاص ليبدو كما يلي: ج لن يبدأ من الصفر لأنه حتى بدون مثبط سيستغرق الأمر بعض الوقت لتفاعل النشا. كما يمكننا القول من المصادر أنه سيكون غير تنافسي.


فحص نشاط اللعاب الأميليز

لتحديد نشاط إنزيم الأميليز في اللعاب

مبدأ:

الأميليز هو الإنزيم المائي الذي يكسر العديد من السكريات مثل النشا ، الأميلوز ، الدكسترين ، وينتج ثنائي السكاريد ، أي المالتوز.

الكواشف:

  1. الركيزة (النشا): امزج 1 جم من النشا القابل للذوبان في 200 مل من محلول فوسفات 0.1M (درجة الحموضة 6.8) يغلي لمدة 3 دقائق ويبرد إلى درجة حرارة الغرفة ثم يصفه ضروريًا.
  2. إنزيم: اللعاب هو أفضل مصدر متاح بسهولة للأميلاز. اجمع بعض اللعاب في دورق وقم بتخفيفه إلى 1:20 بالماء المقطر.
  3. 1٪ كلوريد الصوديوم: إنه ضروري لنشاط الإنزيم
  4. DNS (حمض دينيترو الساليسيليك): ذوبي 1.6 جم من هيدروكسيد الصوديوم في 20 مل من الماء المقطر. خذ 1 جم من 3،5 DNS في محلول NaOH. في كوب آخر ، تناول 30 جم من طرطرات الصوديوم والبوتاسيوم. تذوب في 50 مل من الماء المقطر. امزج محلول DNS هذا وأخيراً اجعل الحجم يصل إلى 100 مل بالماء المقطر.
  5. الحل القياسي للمالتوز: يتم تحضيره عن طريق إذابة 200 مجم من المالتوز في 100 مل من الماء (2 مجم / 1 مل).

إجراء:

  • خذ 0.5 مل من الركيزة و 0.2 مل من 1٪ كلوريد الصوديوم في أنبوب اختبار وحضنت مسبقًا عند 37 درجة مئوية لمدة 10 دقائق ثم أضف 0.3 مل من اللعاب المخفف واحتضنها لمدة 15 دقيقة عند 37 درجة مئوية.
  • أوقف التفاعل بإضافة 1 مل من خليط كاشف DNS جيدًا واحتفظ بأنابيب الاختبار في حمام مائي مغلي لمدة 10 دقائق.
  • يبرد ويخفف ب 10 مل من الماء المقطر.
  • اقرأ اللون الذي تم تطويره عند 520 نانومتر. في نفس الوقت ، تم تطوير اللون عند 520 نانومتر.
  • في نفس الوقت ، قم بإعداد الفراغ وفقًا للاختبار عن طريق إضافة DNS قبل إضافة الإنزيم في وقت واحد.
  • قم بإعداد معايير أنابيب الاختبار المختلفة وكرر التجربة وفقًا للاختبار وقياس اللون المطوّر عند امتصاص 520 نانومتر.

تحضير عازلة الفوسفات:

  • قم بإذابة 0.2 م (2.7218 جرام) من KH2PO4 في 100 مل من الماء المقطر إلى هذا المحلول أضف 0.5 م (2.8053 جرام) KOH قطرة قطرة حتى يتم ضبط الأس الهيدروجيني على 6.8.
  • ثم اجعله 200 مل بالماء المقطر. لذا فإن التركيز النهائي هو 0.1M من 200ml من محلول الفوسفات.

نتيجة:

كمية المالتوز في العينة غير المعروفة هي _________ جرام من المالتوز المتكون لكل 100 مل من الإنزيم في الساعة.

عملية حسابية:

  • تشكل 1.5 ملغ من المالتوز / 0.3. مل / 15 دقيقة
  • 1.5 × 4 مجم مالتوز مشكلة / 0.3 مل من إنزيم / 1 ساعة
  • 1.5 × 4 × 3.3 مجم مالتوز مكون / 1 مل من إنزيم / 1 ساعة
  • 1.5 × 4 × 3.3 × 100 مجم من المالتوز المتشكل / 100 مل من الإنزيم / ساعة

احصل على هذا البروتوكول بصيغة PDF. فقط قم بتنزيل ملف "Color Reactions of Carbohydrates" وطبعه ووزعه على الطلاب. يساعدك على حماية طلابك من الأخطاء الإملائية والأخطاء الحجمية. أتمنى لك كل خير


ما وراء الإنزيم والركيزة: تفاعلات النشا وجزيئات غير α-Amylase الكبيرة

البروتينات

لا يساهم البروتين وحده بشكل كبير في لزوجة عجينة الطحين. ومع ذلك ، يمكن أن تؤثر البروتينات على لزوجة عجينة الدقيق من خلال تفاعلها مع النشا ، وترتبط هذه التفاعلات بكل من بروتينات التخزين (أي الغلوتين) والبروتينات المرتبطة بحبيبات النشا. يحتوي القمح على 10٪ إلى 12٪ (وزن جاف) بروتينات تخزين ، والتي يمكن أن تشكل مصفوفة الغلوتين من خلال روابط ثنائي كبريتيد بين الغلوتينين والجليادين (Shewry & Halford ، 2002 Shewry ، Tatham ، Barro ، Barcelo ، & Lazzeri ، 1995) . تصبح مصفوفة الغلوتين حاجزًا فيزيائيًا وتحد من إمكانية وصول النشا إلى الماء ، وهي حاجة ماسة لجيلاتنة النشا. Consequently, the existence of storage proteins results in a delay of starch gelatinization and the time it takes to reach the highest paste viscosity (Chen, Deng, Wu, Tian, & Xie, 2010 Jekle, Muhlberger, & Becker, 2016 ). Chen et al. ( 2010 ) also reported that mixing gluten with starch decreased the peak viscosity of the reconstituted flour. Wheat starch granules contain about 0.2 % (w/w) protein, which is referred to as starch granule associated protein, and it can be located in the interior or on the surface of starch granules (Rahman et al., 1995 ). The existence of starch granule associated proteins negatively correlates to starch paste viscosity. لي وآخرون. ( 2016 ) removed starch granule associated protein, using an alkaline solution that greatly increased the peak, setback, and final viscosity of the starch paste and decreased pasting temperature and peak time during the RVA measurement. Removing those starch granule associated proteins facilitates amylose leaching from starch granules and promotes starch granule swelling, which leads to a higher pasting viscosity (Li et al., 2016 ).

Nonstarch polysaccharides

Wheat flour contains 2% to 3% (w/dry wt) nonstarch polysaccharides, which can affect the leaching of starch molecules from starch granules during gelatinization thus, nonstarch polysaccharides can have an effect on starch granule swelling and starch paste viscosity (Sasaki, Yasui, & Matsuki, 2000 Shi & Bemiller, 2002 ). Arabinoxylan is the major nonstarch polysaccharide in wheat flour, and 1 gram of dry water-soluble arabinoxylan can hold ten grams of water (Kweon, Slade, Levine, & Gannon, 2014 ). Adding rye arabinoxylan to wheat flour shortens the pasting time (Harasztos et al., 2016 ), and adding a high concentration (3% w/w) of nonstarch wheat polysaccharides to wheat starch decreases starch peak viscosity and increases breakdown (Sasaki et al., 2000 ). Wheat arabinoxylan structural characteristics, including molecular weight, the ratio of xylose to arabinose, and side-chain substitution and distribution, vary among cultivars (Izydorczyk & Biliaderis, 1993 Saulnier, Sado, Branlard, Charmet, & Guillon, 2007 ) and are affected by the planting temperature. The arabinoxylan in winter wheat can prevent ice formation in cold weather, and a decrease in the ratio of xylose to arabinose increases solubility (Kindel, Liao, Liske, & Olien, 1989 ). The effect of arabinoxylan on FN has not been reported. In our previous report, it has been observed that the quantity of water-soluble arabinoxylan increased in some low FN wheat (Shao, 2018 ). More studies are needed to elucidate the role of arabinoxylan in wholemeal paste viscosity.

الدهون


RESULTS AND LABORATORY REPORTS

Previous Tests of Starch Concentration Using Saliva Samples

The starch concentration was tested in advance by the instructors to establish the optimal conditions for the qualitative analysis of saliva samples. Saliva obtained from the instructors (1–2 mL) was used. Three starch concentrations (0.5, 1, and 1.5%) were checked. The plates were incubated at 4, 40, or 60°C for 48 h. The results in Fig. 3 أ show the appearance of larger starch-degradation halos in the 0.5% starch plate compared to the other plates (1 and 1.5%). In addition, in the 0.5% starch plate, the halos were observed at lower saliva dilutions than in the other two plates.

(أ) Lugol test using saliva samples to determine the most suitable starch concentration. (ب) Representation of the amylase activity (determined using the Phadebas test) in saliva at different temperatures.

These preliminary results suggest that the starch concentration is an important parameter for the sensitivity level of the qualitative assay in terms of the AAMY detection capacity. We hypothesize that this could be related to the level of agar fluidity due to the starch concentration, making the 0.5% starch media more suitable in terms of the optimal dispersion of the enzyme through the plate and the minimal substrate concentration required.

Quantitative AAMY Analysis

Three currently available laundry detergents were studied, and only detergents A and C had AAMY activity (Fig. 4 أ). Detergent C exhibited higher AAMY activity than detergent A. Of the temperatures tested, the optimal temperature for AAMY activity in detergent A was 60°C, but the best temperature for detergent C was 40°C.

(أ) Representation of the amylase activity (determined using the Phadebas test) in different detergents at different temperatures. (ب) Results of the Lugol test (qualitative test) at different temperatures and incubation times.

Although detergent C has its highest activity at 40°C, it also has significant activity at 60°C, reinforcing the concept that industrial enzymes are thermostable.

We also studied the saliva AAMY activity quantitatively (Fig. 3 ب). We observed that the optimal temperature for ptyalin was 40°C, and no activity was observed at either 4 or 60°C. It is noteworthy that the absolute amylase activity was nearly 18 times higher in the saliva samples (ptyalin at 40°C) than in the detergents (detergent C at 40°C), but the human enzyme was less resistant to significant temperature changes.

Qualitative AAMY Analysis

The qualitative analysis (Lugol test) was performed using the same three detergents (A, B, and C) and three temperatures (4, 40, and 60°C) that were used in the quantitative analysis. Although we had already determined that the optimal temperature for ptyalin was 40°C, saliva samples were used as positive controls in all of the assays. This control allowed us to confirm the specificity of the negative and positive results for the detergent amylases.

We tested the qualitative assay using two different incubation times (24 and 48 h). Using this methodology, we were able to obtain AAMY activity halos only with detergent C after 48 h of incubation and, surprisingly, only at 60°C. This activity was seen as specific degradation halos that decreased during detergent dilution detergents A and B had no AAMY activity at any temperature (Fig. 4 ب).

The qualitative test was also performed on the saliva samples. It was clear that, of the tested temperatures, the optimal temperature for the AAMY in saliva samples was 40°C, which is consistent with the physiological context of the enzyme (Fig. 3 أ).

Correlation Between Qualitative and Quantitative Analysis

The quantitative test (Phadebas) appears to be more sensitive than the qualitative test (Lugol). We were able to observe AAMY activity at 40 and 60°C in detergent A with the quantitative method but not with the qualitative method. In addition, detergent C showed activity at both 40 and 60°C using the Phadebas test however, when the Lugol test was used, we observed clear starch-degradation halos only at 60°C (with slightly transparent halos at 40°C). Initially, we believed this result to be incorrect (e.g. due to improper manipulation or poor assay development), but we (students and teachers) obtained the same final result in all of the replicates performed. As a consequence, a result initially believed to be an error actually provided hypothetical information about the final structures of two enzymes with the same activity. As later discussed, this observation could be due to a different enzyme presentation or configuration of the amylase from detergent compared with that of ptyalin (which was clearly positive in this assay).

However, this effect (i.e. no restriction due to hypothetical rigidity changes) was not evident in the quantitative assay, possibly because the liquid medium does not present the same hypothetical accessibility restrictions as the solid medium. The results of the quantitative and qualitative tests of the saliva samples were absolutely concordant.

PH Influence on the Activity of AAMY

We studied the influence of pH on the activity of AAMY in detergent C at both 40 and 60°C because we observed significant enzymatic activity and, unexpectedly, better starch-degradation halos at 60°C in the qualitative test. This observation facilitated the correlation between the quantitative and qualitative assays.

Assays of the saliva samples were incubated at 40°C, which was the optimal temperature of those tested.

In the quantitative assay of detergent C (Figs. 5 أ و 5 د), a similar effect of pH was observed at both tested temperatures. The amylase activity was higher at pH 7, and there was a slight decrease in activity when the pH was increased (i.e. when the solution was made more alkaline). When a more acidic pH was used (pH 5), the activity was significantly affected compared with that at pH 7. This observation reinforces the concept that laundry detergent enzymes must be adapted to washing conditions with high alkalinity. The results of the qualitative assay for detergent C followed the same profile as previously observed: there were no clear starch-degradation halos at 40°C (no evaluable results), but apparent degradation halos were observed at 60°C. At this temperature, the clear differences obtained using the quantitative assay were less evident in the qualitative test, in which only slight differences in the halo diameters were observed between different pHs (Figs. 5 ب– 5 ج و 5 ه– 5 F).

(أ-ج) Representation of detergent C amylase activity in solutions of different pHs at 40°C. (أ) Results of the quantitative test. (ب) Image of the qualitative test. (ج) The measurement of halos in the qualitative test was not possible. (d–f) Representation of detergent C amylase activity in solutions of different pHs at 60°C. (د) Results of the quantitative test. (ه) Image of the qualitative test. (F) Measurement of halos in the qualitative test. (g–i) Representation of saliva amylase activity in solutions of different pHs at 40°C. (ز) Results of the quantitative test. (ح) Image of the qualitative test. (أنا) Measurement of halos in the qualitative test. (j–l) Representation of detergent C amylase activity in solutions of different oxidant/surfactant agents at 60°C. (ي) Results of quantitative test. (ك) Image of the qualitative test. (ل) Measurement of halos in the qualitative test.

In contrast, the quantitative test showed that the optimal pH for ptyalin activity at 40°C (Fig. 5 ز) was between 7 and 8. The results of the qualitative test suggested that, of the pH values tested, the optimal pH was between 5 and 7, and a pH of 9 slightly affected ptyalin starch degradation activity (Figs. 5 ح– 5 أنا). Although the differences obtained from the quantitative test were generally less evident, these data, when taken together, demonstrate that the optimal pH for ptyalin is approximately 7.

It is important to remember that the absolute activity of the detergent enzyme is nearly 18 times lower than that of the saliva enzyme. This fact is also evident in the qualitative assays, in which clearer degradation halos were obtained when saliva was used as the source of AAMY. This fact could explain the poor correlation between the quantitative and qualitative AAMY detergent assays in the pH influence study and could suggest that, in this specific case, a higher amylase activity would provide more comparable results with those obtained using the qualitative test.

Influence of Surfactants and Oxidizing Agents on the Activity of Detergent AAMY

The stability of the amylase enzyme from detergent C was assessed by exposing this enzyme to different surfactants and oxidizing agents. This assay also used both quantitative and qualitative methodologies.

Triton X-100 (1 and 5%) did not seem to affect AAMY activity. In contrast, the higher concentration (1%) of SDS decreased the enzymatic activity in both the quantitative and the qualitative assays. The oxidizing agent hydrogen peroxide strongly affected the AAMY activity we observed a low activity in the qualitative analysis, and we were not able to see halos in the qualitative analysis.

In this case, we were able to obtain a good correlation between the quantitative and qualitative tests (Figs. 5 ي– 5 ل).


الملخص

Glycemic indexes of bread made from mixtures of wheat flour and buckwheat flour are lower than those made from wheat flour. To discuss the mechanism of the buckwheat flour-dependent decrease in glycemic indexes, the formation of a starch−iodine complex and amylase-catalyzed digestion of starch were studied using buckwheat flour itself and buckwheat flour from which fatty acids, rutin, and proanthocyanidins including flavan-3-ols had been extracted. Absorbance due to the formation of a starch−iodine complex was larger in extracted than control flour, and starch in extracted flour was more susceptible to pancreatin-induced digestion than starch in control flour. Fatty acids, which were found in the buckwheat flour extract, bound to amylose in the extracted flour, inhibiting its digestion by pancreatin. Rutin and epicatechin-dimethylgallate, which were also found in the extract, bound to both amylose and amylopectin in the extracted flour, inhibiting their digestion induced by pancreatin. We discussed from these results that the lower glycemic indexes of bread made from mixtures of wheat flour and buckwheat flour were due to binding of fatty acids, rutin, and epicatechin-dimethylgallate, which were contained in buckwheat flour, to wheat flour starch.


Will amylase inhibitors affect the colorigenic reaction between starch and iodine? - مادة الاحياء

a Describe the effect of pH on this enzyme.
b Explain why pH affects the activity of the enzyme.

7 The graph below shows the effect of temperature on the rate of reaction of an enzyme.

a What is indicated by X?
b What temperature would X be for a mammalian enzyme?
c Explain what is happening in region A.
d Explain what is happening in region B.
e Enzymes are effective because they lower the activation energy of the reactions they catalyse. Explain what is meant by 'activation energy'.

8 The reaction below occurs during aerobic respiration. The reaction is catalysed by the enzyme succinic dehydrogenase.

c Heavy metals such as lead and mercury bind permanently to -SH groups of amino acids present in enzymes. These -SH groups could be in the active site or elsewhere in the enzyme.

i Name the amino acid which contains -SH groups.[1]
ii Explain the function of -SH groups in proteins and why binding of heavy metals to these groups would inhibit the activity of an enzyme.[4]
iii What type of inhibition would be caused by the heavy metals?[1]

9. You are provided with three solutions: A, B and C. One solution contains the enzyme amylase, one contains starch andone contains glucose. Starch is the substrate of the enzyme. The product is the sugar maltose. You are provided withonly one reagent, Benedict's solution, and the usual laboratory apparatus.
a Outline the procedure you would follow to identify the three solutions.[6]
b What type of reaction is catalysed by the enzyme? [1]

10 The activity of the enzyme amylase can be measured at a particular temperature by placing a sample into a Petri dish containing starch-agar ('a starch-agar plate'). Starch-agar is a jelly containing starch. One or more 'wells' (small holes) arecut in the agar jelly with a cork borer, and a sample of the enzyme is placed in each well. The enzyme molecules then diffuse through the agar and gradually digest any starch in their path. At the end of the experiment, iodine in potassium iodide solution is poured over the plate. Most of the plate will turn blue-black as iodine reacts with starch, but a clear 'halo' (circle) will be seen around the well where starch has been digested. Measuring the size of the halo cangive an indication of the activity of the enzyme.

A student decided to investigate the rate at which a mammalian amylase is denatured at 60°C. She heated different amples of the enzyme in a water bath at 60°C for 0, 1, 5, 10 and 30 minutes. She then allowed the samples to cool downto room temperature and placed samples of equal volume in the wells of five starch-agar plates, one plate for eachheating period. She then incubated the plates in an oven at 40°C for 24 hours.

The results of the student's experiment are shown on the next page. A diagram of one dish is shown, and the real size of one halo from each dish is also shown.

أ Why did the student cut four wells in each dish rather than just one? [1]
ب One dish contained samples from amylase which was not heated (time zero). This is a control dish. Explain the purpose of this control. [1]
ج Explain why the starch-agar plates were incubated at 40°C and not room temperature. [1]
د Describe what was happening in the dishes during the 24 hours of incubation [4]
ه Why was it important to add the same volume of amylase solution to each well? [1]
F Measure the diameter in mm of the representative halo from each dish. Record the results in a suitable table. [4]
ز Only one halo from each dish is shown in the diagrams. In practice there was some variation in the diameters of the four halos in each dish. How would you allow for this when processing your data? [1]
ح Plot a graph to show the effect of length of time at 60°C on the activity of the enzyme. [5]
أنا Describe and explain your results. [4]
ي Another student discovered that amylases from fungi and bacteria are more resistant to high temperatures than mmalian amylases. Using starch-agar plates as a method for measuring the activity of an amylase at 40°C, outline an experiment that the student could perform to discover which amylase is most resistant to heat. Note that temperatures up to 120 °C can be obtained by using an autoclave (pressure cooker).
ك Enzymes are used in many industrial processes where resistance to high temperatures is an advantage.[5]
State three other variables apart from temperature which should be controlled in an industrial process involving enzymes.[3]

Answer for end-of-chapter

1 ب
2 د
3 د
4 ج
5 straight line drawn from origin at zero to show steepest gradient of curve
6 أ maximum activity/optimum pH, is pH 5 activity gradually increases between pH 2 and
pH 5, and decreases from pH 5 to pH 10 activity very low at pH 2 and pH 10
ب pH is a measure of the hydrogen ion concentration hydrogen ions are positively charged
hydrogen ions can interact with the R groups of amino acids affects ionic bonding/affects ionisation of R groups affects tertiary structure/affects 3D shape of enzyme therefore substrate may not fit active site (as precisely)

7 a درجة الحرارة المثلى
ب 37 °C accept 40 °C
ج as temperature increases the kinetic energy of the molecules increases the rate of collision between substrate and, enzyme/active site, increases rate of reaction increases
د the enzyme is gradually being denatured when the rate is zero the enzyme is completely
denatured enzyme loses tertiary structure substrate no longer fits into active site/active site
loses its (specific) shape so substrate does not fit hydrogen bonds broken/increased vibration of
enzyme molecule
ه the extra energy which must be given to the substrate before it can be converted into the product

Exam-style questions


10 a replication increases reliability AW [1]
ب to act as a reference to show what happens if there is no denaturation AW [1]
ج 40 °C is the optimum temperature for a mammalian enzyme [1]
د enzyme/amylase (molecules) diff use(s) from wells into the agar
enzyme/amylase digests the starch
to maltose
forms rings/halos, of digested starch around the wells
amount of digestion/rate of digestion, is related to degree of denaturation of enzyme/amylase[max. 4]
ه the more enzyme/amylase added, the greater the amount of digestion of starch
أو
want results to be due to diff erences in preheating times, not to diff erences in amount of amylase/enzyme AW [1]

x-axis (horizontal axis) is labelled ‘Time (heated) at 60 °C’, y-axis (vertical axis) is labelled ‘Diameter’
units given on axes, min/minutes and mm
regular intervals on both axes (check that 0, 1, 5, 10, 30 are not regularly spaced on x-axis)
points plotted accurately
points joined with straight lines or smooth curve [5]
أنا enzyme was completely denatured after 30 minutes
rate of denaturation was rapid at first and then gradually slowed down
data quoted
enzyme loses tertiary structure
substrate no longer fi ts into active site/active site loses its (specific) shape so substrate does not fit
AVP على سبيل المثال hydrogen bonds broken/increased vibration of enzyme molecule [max. 4]
ي heat samples of mammalian, fungal and bacterial amylases at diff erent temperatures
suitable range, e.g. between 40 °C and 120 °C

40 °C is a control (for reference to fi nd out size of halo with no denaturation)
at least five temperatures, e.g. 40, 60, 80, 100, 120 °C
heat for suitable length of time (e.g. one hour, at least ten min)
cool to room temp/40 °C, add equal volumes to wells in starch–agar plates, replicate wells in each
plate (e.g. four), leave 24 hours, test for starch, measure diameters of halos [max. 5]

Background information: amylase enzymes from the bacterium Bacillus licheniformis and
the fungus Aspergillus have been developed by biotechnology companies for use in industrial
العمليات. For example, a bacterial amylase that functions in the range 90� °C has been
developed and is used in beer brewing and other processes, and a fungal amylase that operates in
the range 50󈞨 °C is used for pastry baking and maltose syrup production.

ك الرقم الهيدروجيني
تركيز الركيزة
enzyme concentration [3]


شاهد الفيديو: Dr faid. 45 الأنزيمات. فوائد صباحية. الدكتور محمد فائد (شهر فبراير 2023).