معلومة

لماذا يوجد جينومان مرجعيان مختلفان للإشريكية القولونية لهما أطوال مختلفة؟

لماذا يوجد جينومان مرجعيان مختلفان للإشريكية القولونية لهما أطوال مختلفة؟


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

لقد قمت بتنزيل جينوم مرجعي مختلفين لـ بكتريا قولونية (بكتريا قولونية K-12 MG1655: U00096.1 و بكتريا قولونية K-12 MG1655: U00096.2) ولها أطوال مختلفة. لقد بحثت عن معنى أرقام الجينوم المرجعية بالتفصيل ، لكنني لم أجد أي شيء يساعدني في سؤالي: لماذا يوجد اثنان مختلفان بكتريا قولونية الجينومات المرجعية لها أطوال مختلفة؟


U00096.2 هو إصدار محدث من U00096.1 ؛ يفضل استخدام الأول لتحليلك. في الواقع ، تم تحديث حتى U00096.2. أحدث إصدار هو U00096.3. بشكل عام ، يشير الرقم بعد النقطة (النقطة) في أرقام انضمام NCBI إلى الإصدار.

من NCBI:

يتكون الإصدار من رقم الدخول لسجل قاعدة البيانات متبوعًا بنقطة ورقم إصدار (وبالتالي يشار إليه أحيانًا باسم "accession.version")


كما أجاب WYSIWYG ، فهي إصدارات محدثة.

يرجع الاختلاف في الطول بشكل أساسي إلى أن الإصدارات اللاحقة متسلسلة / تتماشى مع معدات وتقنيات أفضل ، مما يوفر نتائج تعكس الواقع بشكل أفضل.

قد يكون من الصعب تسلسل بعض أقسام الجينوم ومواءمتها بكفاءة ، ولكن باستخدام تقنيات أكثر تقدمًا ، يمكن القيام بذلك.

ليس من الممكن حتى الآن إجراء تسلسل 100٪ من الجينوم بدون أخطاء ومحاذاة مثالية ، لكننا نحقق ذلك ببطء.


مقارنة بصريا جينومات البكتيريا والثدييات

& # 160 & # 160 & # 160 & # 160 من الواضح أن البكتيريا والثدييات كائنات مختلفة جدًا من الخارج والداخل ، لكن كلاهما يستخدم الحمض النووي في أزياء متشابهة جدًا. على سبيل المثال ، يحتوي كلاهما على أجزاء من الحمض النووي يتم نسخها إلى mRNA ، والتي ترمز بعد ذلك إلى البروتينات وتُترجم إلى البروتينات. ومع ذلك ، عند مقارنة مواقع مناطق الترميز على الحمض النووي يظهر اختلاف واضح.

الجزء 1 - ابحث عن جينوم للثدييات ولاحظه

  1. افتح OrganismView (رابط سريع) وابحث عن إحدى الثدييات التالية: كلب أو إنسان أو خنزير أو حصان أو أي حيوان ثديي آخر يمكنك العثور عليه في حقل النتائج

& # 160 & # 160 & # 160 & # 160 & # 160 & # 160 & # 160 & # 160 & # 160 & # 160 - ملاحظة: ستكون العديد من النتائج للفيروسات المرتبطة بالحيوان الذي بحثت عنه. & # 160 للتأكد من أنك حددت حيوانًا ثدييًا وليس بحثًا عن فيروس في مربع "معلومات الكائن الحي" عن "Mammalia"

& # 160 & # 160 & # 160 & # 160 2. & # 160 تأكد من تمييز الثدييات التي تبحث عنها ثم انقر فوق إطلاق عارض الجينوم بالقرب من أسفل الجانب الأيسر من الصفحة

& # 160 & # 160 & # 160 & # 160 & # 160 & # 160 & # 160 & # 160 & # 160 & # 160 - ملاحظة: سيؤدي هذا إلى فتح GenomeView في نافذة جديدة تعرض جينوم الثدييات. & # 160 يمكنك التنقل في الجينوم باستخدام الماوس الخاص بك للتصغير والانزلاق إلى اليمين. & # 160 المربعات الخضراء والرمادية مع رؤوس الأسهم تمثل الجينات. على الرغم من وجود العديد من الرسوم البيانية لتمثيل أشياء أخرى (مثل السمات الجينومية) في الجينوم: مثل الرسومات.

& # 160 & # 160 & # 160 & # 160 3. & # 160 راقب بسرعة مواقع الجينات ، ولاحظ المساحة التي تشغلها في الجينوم ، وقربها من الجينات الأخرى ، وهيكلها (مثل الإنترونات والإكسونات)

الجزء 2 - البحث عن الجينوم البكتيري ومراقبته

& # 160 & # 160 & # 160 & # 160 1. & # 160 فتح OrganismView (رابط سريع) وابحث عن الإشريكية القولونية (المعروفة باسم الإشريكية القولونية) وحدد النتيجة الأولى

& # 160 & # 160 & # 160 & # 160 2. & # 160 انقر إطلاق عارض الجينوم ومراقبة جين الكائن الحي

& # 160 & # 160 & # 160 & # 160 3. & # 160 راقب بسرعة مواقع الجينات ، ولاحظ المساحة التي تشغلها في الجينوم ، وقربها من الجينات الأخرى ، وهيكلها (مثل الإنترونات والإكسونات)

الجزء 3 - تحديد الفروق بين الثدييات والبكتيريا

& # 160 & # 160 & # 160 & # 160 1. & # 160 قائمة اثنين من الاختلافات الواضحة بين الجينوم

& # 160 & # 160 & # 160 & # 160 2. & # 160 اقترح بعض الفرضيات التي تشرح هذه الاختلافات

الجزء 4 - مفاهيم إضافية

  • ما هو الاوبرون؟
  • هل تمتلك جينومات الثدييات و / أو البكتيريا عوامل تشغيل؟
  • ما هي وظيفة الاوبرونات؟

الملخص

مقارنة مسارات التمثيل الغذائي للجزيء الصغير في الإشريكية القولونية و خميرة الخميرة (الخميرة) تظهر أن 271 إنزيمًا مشتركًا في كلا الكائنات الحية. تشتمل هذه الإنزيمات الشائعة على 384 منتجًا جينيًا في بكتريا قولونية و 390 في الخميرة ، والتي تمثل ما بين نصف وثلثي المنتجات الجينية لعملية التمثيل الغذائي للجزيئات الصغيرة في بكتريا قولونية والخميرة على التوالي. الترتيب والعضوية العائلية للمجالات التي تشكل كل أو جزء من 374 بكتريا قولونية تم تحديد متواليات و 343 تسلسل خميرة. من بين هؤلاء ، يتكون 70 & # x00025 بالكامل من مجالات متجانسة ، و 20 & # x00025 لهما نطاقات متجانسة مرتبطة بمجالات أخرى فريدة من نوعها بكتريا قولونيةأو الخميرة أو كليهما. أكثر من ثلثي الإنزيمات المشتركة للكائنين لها هويات تسلسلية بين 30 & # x00025 و 50 & # x00025. تشمل المجموعات المتبقية 13 حالة واضحة من حالات النزوح غير المتعامد. تُظهر حساباتنا أنه على الأكثر من نصف إلى ثلثي المنتجات الجينية المشاركة في استقلاب الجزيئات الصغيرة شائعة في بكتريا قولونية والخميرة. لقد أظهرنا أن النواة المشتركة لـ 271 إنزيمًا قد تم الحفاظ عليها إلى حد كبير منذ فصل بدائيات النوى وحقيقيات النوى ، بما في ذلك التعديلات لأغراض تنظيمية ، مثل اندماج الجينات والتغيرات في عدد الإنزيمات في أحد الكائنات الحية. فقط خمس الإنزيمات الشائعة لها مجالات غير متجانسة بين الكائنين. حول النواة المشتركة ، تم إجراء امتدادات مختلفة جدًا لعملية التمثيل الغذائي للجزيئات الصغيرة في الكائنات الحية.

نقارن هنا إنزيمات استقلاب الجزيئات الصغيرة الموجودة في بدائيات النوى الإشريكية القولونية وحقيقية النواة أحادية الخلية خميرة الخميرة (خميرة). هناك دليل على وجود بدائيات النوى منذ 3.8 مليار سنة (bya) وحقيقيات النوى 2.7 bya (Mojzsis et al. 1996 Brocks et al. 1999). يعتبر التعايش الداخلي للبكتيريا البروتينية & # x003b1 مقبولًا على نطاق واسع كأصل للميتوكوندريا ، وجينات الميتوكوندريا ، في حقيقيات النوى (Margulis 1970). يجب أن يكون حدث التعايش الداخلي هذا قد حدث قبل تباين النباتات ، 1.6 bya (Lang et al. 1999 Wang et al. 1999) ، وقد تم تقديم الحجج لكونه أقدم بكثير (Martin and M & # x000fcller 1998). وبالتالي وفقًا لهذه التقديرات ، فإن معظم إنزيمات استقلاب الجزيئات الصغيرة في بكتريا قولونية كان لدى الخميرة ما بين 1.6 و 2.7 من خلال تطور منفصل ، اعتمادًا على ما إذا كانت إنزيمات الخميرة تنشأ من سلف حقيقيات النوى أو جينوم الخلية البدائية (Brown and Doolittle 1997).

بغض النظر عن أصل الإنزيمات ، خلال هذا الوقت كانت هناك فرص لا حصر لها للجينات المتعامدة في كلا الكائنات الحية للتباعد عن طريق الطفرة ، للخضوع لإعادة التركيب مما يؤدي إلى فقدان المجال أو تراكمه ، وتغيير بنية الجينات عن طريق الاندماج الجيني أو الانشطار. يمكن الحصول على جينات جديدة لوظيفة موجودة عن طريق النقل الأفقي أو الإزاحة الوظيفية لجين بواسطة آخر داخل الجينوم. بالإضافة إلى ذلك ، نشأت العديد من الجينات الجديدة عن طريق الازدواجية والتباعد لإنتاج وظائف ومسارات إنزيمية جديدة.

حتى الآن ، اقتصرت التحقيقات في هذه العمليات التطورية على دراسة جانب واحد ، مثل اندماج الجينات (Enright et al. 1999) أو الإزاحة غير المتعامدة (Koonin et al. 1996 Makarova et al. 1999) ، أو ركزت على الاختلافات في المسار طبولوجيا بدلاً من تطور الإنزيمات الشائعة (Huynen et al. 1999). نحن هنا نتحرى ، ونحدد إلى حد ما ، تواتر كل هذه العمليات التطورية في مجموعة كبيرة من الإنزيمات المشتركة بين كائنين مترابطين بعيدًا جدًا. المعلومات الشاملة المتاحة عن الإنزيمات ومسارات استقلاب الجزيئات الصغيرة في بكتريا قولونية تسمح لنا الخميرة بتحديد مدى حدوث عمليات تطورية مختلفة منذ انفصالها عن سلفها المشترك الأخير. في الوقت الحالي ، ستكون مثل هذه المقارنة أقل نجاحًا في أي زوج آخر من الكائنات الحية بسبب نقص المعرفة بإنزيماتها ومساراتها. بكتريا قولونية لطالما كانت الخميرة كائنات نموذجية وكانت موضوعًا لتوصيف تجريبي واسع النطاق لجيناتها وبروتيناتها ، بما في ذلك تحديد تسلسل الجينوم الكامل.

نظهر أن أكثر من نصف المنتجات الجينية تشارك في التمثيل الغذائي للجزيئات الصغيرة بكتريا قولونية والخميرة ردود فعل مشتركة في اثنين من الكائنات الحية. نهجنا هو استخدام التسلسل والمعلومات الهيكلية لتوصيف بنية المجال والعلاقات التطورية لهذه الإنزيمات المشتركة. يوفر لنا استخدام المعلومات الهيكلية جنبًا إلى جنب مع طرق مقارنة التسلسل المتعددة القوية ، وكذلك التخصيص للعائلات المتسلسلة ، صورة كاملة تقريبًا لعائلات البروتين التي تنتمي إليها الإنزيمات ، بما في ذلك العلاقات التطورية البعيدة جدًا.

تتيح لنا معرفة بنية المجال للأنزيمات الشائعة تقييم مدى الحفظ بين الإنزيمات ، ولكنها توفر أيضًا نظرة ثاقبة لجوانب تنظيم الإنزيمات ، مثل اختلاف أعداد الإنزيمات في بكتريا قولونية والخميرة وحالات اندماج الجينات. بالإضافة إلى التأثير على تنظيم الجينات المنفصلة ، يعمل اندماج الجينات على توطين المنتجات الجينية بشكل مشترك. تفاعلات البروتين والبروتين # x02013 لها نفس التأثير ، ونقوم بمسح ومقارنة تفاعلات البروتين والبروتين بالإضافة إلى اندماج الجينات في الخميرة.


2.2. تشريح جينوم حقيقيات النوى

لقد تعلمنا بالفعل أن الجينوم البشري ينقسم إلى مكونين: الجينوم النووي وجينوم الميتوكوندريا (انظر الشكل 1.1). هذا هو النمط النموذجي لمعظم حقيقيات النوى ، حيث يتم احتواء الجزء الأكبر من الجينوم في الكروموسومات في نواة الخلية والجزء الأصغر الموجود في الميتوكوندريا ، وفي حالة الكائنات الحية الضوئية ، في البلاستيدات الخضراء. سننظر أولاً في الجينوم النووي.

2.2.1. الجينومات النووية حقيقية النواة

ينقسم الجينوم النووي إلى مجموعة من جزيئات الحمض النووي الخطية ، كل منها موجود في كروموسوم. لا توجد استثناءات معروفة لهذا النمط: فكل حقيقيات النوى التي تمت دراستها تحتوي على كروموسومين على الأقل وجزيئات الحمض النووي دائمًا خطية. يكمن التباين الوحيد في هذا المستوى من بنية الجينوم حقيقية النواة في عدد الكروموسوم ، والذي يبدو أنه لا علاقة له بالسمات البيولوجية للكائن الحي. على سبيل المثال ، تحتوي الخميرة على 16 كروموسومًا ، أي أربعة أضعاف عدد ذبابة الفاكهة. كما أن عدد الكروموسومات ليس مرتبطًا بحجم الجينوم: فبعض السمندر لديها جينومات أكبر 30 مرة من النسخة البشرية ولكنها تنقسم إلى نصف عدد الكروموسومات. هذه المقارنات مثيرة للاهتمام ولكنها في الوقت الحالي لا تخبرنا بأي شيء مفيد عن الجينومات نفسها ، فهي أكثر انعكاسًا لعدم انتظام الأحداث التطورية التي شكلت بنية الجينوم في الكائنات الحية المختلفة.

تغليف الحمض النووي في الكروموسومات

الكروموسومات أقصر بكثير من جزيئات الحمض النووي التي تحتوي عليها: يحتوي الكروموسوم البشري المتوسط ​​على أقل من 5 سم من الحمض النووي. لذلك ، هناك حاجة إلى نظام تغليف عالي التنظيم لتلائم جزيء الحمض النووي في كروموسومه. يجب أن نفهم نظام التعبئة هذا قبل أن نبدأ في التفكير في كيفية عمل الجينوم لأن طبيعة العبوة لها تأثير على العمليات التي ينطوي عليها التعبير عن الجينات الفردية (القسم 8.2).

تم تحقيق الاختراقات المهمة في فهم تغليف الحمض النووي في أوائل السبعينيات من خلال مزيج من التحليل الكيميائي الحيوي والفحص المجهري الإلكتروني. كان معروفًا بالفعل أن الحمض النووي النووي يرتبط ببروتينات مرتبطة بالحمض النووي تسمى الهيستونات ولكن لم يتم تحديد طبيعة الارتباط بالضبط. في 1973-1974 ، أجرت عدة مجموعات تجارب حماية نوكلياز على الكروماتين (معقدات DNA-هيستون) التي تم استخلاصها بلطف من النوى بطرق مصممة للاحتفاظ بأكبر قدر ممكن من بنية الكروماتين. في تجربة حماية نوكلياز ، يتم معالجة المركب بإنزيم يقطع الحمض النووي في مواضع غير محمية & # x02018 & # x02019 عن طريق الارتباط بالبروتين. تشير أحجام شظايا الحمض النووي الناتجة إلى موضع معقدات البروتين على جزيء الحمض النووي الأصلي (الشكل 2.4). بعد معالجة نوكلياز محدودة للكروماتين المنقى ، فإن الجزء الأكبر من شظايا الحمض النووي له أطوال تقارب 200 زوج قاعدي ومضاعفاتها ، مما يشير إلى تباعد منتظم لبروتينات هيستون على طول الحمض النووي.

الشكل 2.4

تحليل حماية نوكلياز للكروماتين من نوى الإنسان. يتم تنقية الكروماتين بلطف من النوى ومعالجته بإنزيم نوكلياز. على اليسار ، يتم إجراء علاج نوكلياز في ظل ظروف محدودة بحيث يتم قطع الحمض النووي ، في المتوسط ​​، (أكثر).

المربع 2.1

الاغاروز الكهربائي للهلام. فصل جزيئات الحمض النووي والحمض النووي الريبي بأطوال مختلفة الرحلان الكهربائي الهلامي هو الأسلوب القياسي لفصل جزيئات الحمض النووي ذات الأطوال المختلفة. له العديد من التطبيقات في تحليل الحجم لشظايا الحمض النووي ويمكنه أيضًا (المزيد).

في عام 1974 ، تم استكمال هذه النتائج البيوكيميائية بواسطة الصور المجهرية الإلكترونية للكروماتين المنقى ، مما أتاح تصور التباعد المنتظم الذي استنتجته تجارب الحماية كخرز من البروتين على سلسلة الحمض النووي (الشكل 2.5 أ). أشار تحليل كيميائي حيوي إضافي إلى أن كل حبة ، أو جسيم نووي ، تحتوي على ثمانية جزيئات بروتين هيستون ، وهما اثنان من الهستونات H2A و H2B و H3 و H4. أظهرت الدراسات الهيكلية أن هذه البروتينات الثمانية تشكل أوكتامرًا أساسيًا على شكل برميل مع جرح الحمض النووي مرتين حول الخارج (الشكل 2.5 ب). يرتبط ما بين 140 و 150 نقطة أساس من الحمض النووي (اعتمادًا على الأنواع) بالجسيم النووي ، ويتم فصل كل نيوكليوسوم بمقدار 50 & # x0201370 نقطة أساس من الحمض النووي الرابط ، مما يعطي طول التكرار 190 & # x02013220 bp الذي تم عرضه مسبقًا بواسطة تجارب الحماية من نوكلياز .

الشكل 2.5

النيوكليوسومات. (أ) صورة مجهرية إلكترونية لشريط كروماتين منقى يُظهر هيكل & # x02018beads-on-a-string & # x02019. (بإذن من الدكتورة باربرا هامكالو ، جامعة كاليفورنيا ، إيرفين.) (ب) النموذج الخاص بـ & # x02018beads-on-a-string & # x02019 (المزيد.)

بالإضافة إلى بروتينات النواة الثماني ، هناك مجموعة من الهيستونات الإضافية ، وكلها مرتبطة ارتباطًا وثيقًا ببعضها البعض وتسمى مجتمعة هيستونات الرابط. في الفقاريات ، تشمل هذه هيستونات H1a-e و H1 & # x000b0 و H1t و H5. يتم توصيل هيستون رابط واحد بكل نواة ، لتشكيل الكروموسوم ، ولكن الموقع الدقيق لهذا الرابط هيستون غير معروف. تدعم الدراسات الهيكلية النموذج التقليدي الذي يعمل فيه هيستون الرابط كمشابك ، مما يمنع الحمض النووي الملفوف من الانفصال عن النواة (الشكل 2.5C Zhou وآخرون. ، 1998 ترافرز ، 1999). ومع ذلك ، تشير نتائج أخرى إلى أنه ، على الأقل في بعض الكائنات الحية ، لا يوجد هيستون الرابط على السطح الأقصى لتجميع الحمض النووي للنيوكليوسوم ، كما هو متوقع إذا كان حقًا مشبكًا ، ولكن بدلاً من ذلك يتم إدخاله بين ثماني النواة و الحمض النووي (بروس وآخرون. ، 1995 Pennisi ، 1996).

يُعتقد أن البنية & # x02018beads-on-a-string & # x02019 الموضحة في الشكل 2.5A تمثل شكلاً غير معبأ من الكروماتين لا يحدث إلا نادرًا في النوى الحية. أسفرت تقنيات تكسير الخلايا اللطيفة جدًا التي تم تطويرها في منتصف السبعينيات عن نسخة أكثر كثافة من المركب ، تسمى ألياف 30 نانومتر (يبلغ عرضها حوالي 30 نانومتر). الطريقة الدقيقة التي ترتبط بها النيوكليوسومات لتشكيل ألياف 30 نانومتر غير معروفة ، ولكن تم اقتراح عدة نماذج ، وأكثرها شيوعًا هو هيكل الملف اللولبي الموضح في الشكل 2.6. يمكن تثبيت النيوكليوسومات الفردية داخل الألياف 30 نانومتر معًا من خلال التفاعلات بين هيستونات الرابط ، أو قد تتضمن المرفقات الهستونات الأساسية ، التي يمتد البروتين & # x02018tails & # x02019 خارج النواة (انظر الشكل 8.9). الفرضية الأخيرة جذابة لأن التعديل الكيميائي لهذه الذيول ينتج عنه انفتاح ألياف 30 نانومتر ، مما يتيح تنشيط الجينات الموجودة بداخلها (القسم 8.2.1).

الشكل 2.6

نموذج الملف اللولبي لألياف الكروماتين 30 نانومتر. في هذا النموذج ، تتكثف بنية الكروماتين & # x02018beads-on-a-string & # x02019 عن طريق لف النوكليوزومات إلى حلزون بستة نيوكليوسومات في كل منعطف. المستويات الأعلى من عبوات الكروماتين هي (أكثر.)

السمات الخاصة لكروموسومات الطور

من المحتمل أن تكون الألياف 30 نانومتر هي النوع الرئيسي من الكروماتين في النواة أثناء الطور البيني ، وهي الفترة بين الانقسامات النووية. عندما تنقسم النواة ، يتبنى الحمض النووي شكلًا أكثر إحكاما من التغليف ، مما ينتج عنه كروموسومات الطور المكثف للغاية والتي يمكن رؤيتها بالمجهر الضوئي والتي لها مظهر مرتبط بشكل عام بالكلمة & # x02018 كروموسوم & # x02019 (الشكل 2.7). تتشكل الكروموسومات الطورية في مرحلة في دورة الخلية بعد حدوث تكرار الحمض النووي ، وبالتالي تحتوي كل واحدة على نسختين من جزيء الحمض النووي الصبغي. يتم الاحتفاظ بالنسختين معًا في السنترومير ، والذي له موضع محدد داخل كل كروموسوم. لذلك يمكن التعرف على الكروموسومات الفردية بسبب حجمها وموقع السنترومير بالنسبة للطرفين. يتم الكشف عن المزيد من السمات المميزة عند صبغ الكروموسومات. هناك عدد من تقنيات التلوين المختلفة (الجدول 2.4) ، كل منها ينتج عنه نمط نطاقات مميز لكروموسوم معين. هذا يعني أن مجموعة الكروموسومات التي يمتلكها الكائن الحي يمكن تمثيلها على شكل مخطط karyogram ، حيث يتم تصوير المظهر النطاقات لكل واحد. يظهر مخطط karyogram البشري في الشكل 2.8.

الشكل 2.7

المظهر النموذجي لكروموسوم الطور الفوقي. تتشكل الكروموسومات الطورية بعد حدوث تكاثر الحمض النووي ، بحيث يكون كل واحد ، في الواقع ، اثنين من الكروموسومات مرتبطة ببعضها البعض في السنترومير. تسمى الذراعين الكروماتيدات. التيلومير هو (المزيد).

الجدول 2.4

تقنيات التلوين المستخدمة لإنتاج أنماط نطاقات الكروموسوم.

الشكل 2.8

مخطط karyogram البشري. تظهر الكروموسومات بنمط G-banding الذي تم الحصول عليه بعد تلطيخ Giemsa. يتم إعطاء أرقام الكروموسوم أسفل كل بنية وأرقام النطاق على اليسار. & # x02018rDNA & # x02019 هي منطقة تحتوي على مجموعة من التكرار (المزيد.)

لكل من الحمض النووي في مناطق السنترومير والبروتينات المرتبطة به ميزات خاصة. من الأفضل فهم تسلسل النوكليوتيدات للحمض النووي المركزي في النبات نبات الأرابيدوبسيس thaliana، التي مكنت ملاءمتها للتحليل الجيني من تحديد مواقع السنتروميرات على تسلسل الحمض النووي ببعض الدقة. أيضًا ، تم بذل جهد خاص لتسلسل هذه المناطق المركزية ، والتي غالبًا ما يتم استبعادها من مسودة تسلسل الجينوم بسبب مشاكل في الحصول على قراءة دقيقة من خلال البنية المتكررة للغاية التي تميز هذه المناطق. أرابيدوبسيس تمتد السنتروميرات إلى 0.9 & # x020131.2 ميجا بايت من الحمض النووي ويتكون كل منها بشكل كبير من تسلسل تكرار 180 نقطة أساس. في البشر ، التسلسلات المكافئة هي 171 نقطة أساس وتسمى الحمض النووي للفويد. قبل أرابيدوبسيس تم الحصول على التسلسلات ، وكان يُعتقد أن هذه التسلسلات المتكررة كانت إلى حد بعيد المكون الرئيسي للحمض النووي المركزي. لكن، أرابيدوبسيس تحتوي السنتروميرات أيضًا على نسخ متعددة من التكرارات على مستوى الجينوم ، جنبًا إلى جنب مع عدد قليل من الجينات ، وهذه الأخيرة بكثافة 7 & # x020139 لكل 100 كيلو بايت مقارنة بـ 25 جينًا لكل 100 كيلو بايت للمناطق غير المركزية في أرابيدوبسيس الكروموسومات (Copenhaver وآخرون، 1999). كان اكتشاف أن الحمض النووي للوسط يحتوي على الجينات مفاجأة كبيرة لأنه كان يعتقد أن هذه المناطق غير نشطة وراثيًا.

تشتمل البروتينات المركزية الخاصة في البشر على سبعة على الأقل لا توجد في أي مكان آخر في الكروموسوم (Warburton ، 2001). أحد هذه البروتينات ، CENP-A ، مشابه جدًا للهيستون H3 ويعتقد أنه يحل محل هذا الهيستون في النواة المركزية. من المفترض أن الفروق الصغيرة بين CENP-A و H3 تمنح خصائص خاصة على النيوكليوسومات المركزية ، ولكن ما يمكن أن تكون عليه هذه الخصائص بالضبط وكيف ترتبط بوظيفة السنترومير غير معروف حتى الآن. يتم الكشف عن جزء من وظيفة السنترومير نفسه بواسطة المجهر الإلكتروني ، والذي يوضح أنه في الخلية المنقسمة ، يوجد زوج من kinetochores يشبه الصفائح على سطح الكروموسوم في المنطقة المركزية. تعمل هذه الهياكل كنقاط ربط للأنابيب الدقيقة التي تشع من أجسام قطب المغزل الموجودة على السطح النووي والتي تجذب الكروموسومات المقسمة إلى نواة الابنة (الشكل 2.9). يتكون جزء من kinetochore من DNA alphoid بالإضافة إلى CENP-A وبروتينات أخرى ، ولكن لم يتم وصف هيكلها بالتفصيل (Vafa and Sullivan ، 1997).

الشكل 2.9

دور kinetochores أثناء الانقسام النووي. خلال فترة طور الانقسام النووي (انظر الشكلين 5.14 و 5.15) ، يتم فصل الكروموسومات الفردية عن طريق تقلص الأنابيب الدقيقة المرتبطة بالحركية.

الجزء الثاني المهم من الكروموسوم هو المنطقة الطرفية أو التيلومير. التيلوميرات مهمة لأنها تحدد نهايات الكروموسومات وبالتالي تمكن الخلية من التمييز بين النهاية الحقيقية والنهاية غير الطبيعية الناتجة عن تكسر الكروموسومات - وهو مطلب أساسي لأن الخلية يجب أن تصلح الأخير وليس الأول. يتكون DNA Telomeric من مئات النسخ من الحافز المتكرر ، 5 & # x02032-TTAGGG-3 & # x02032 في البشر ، مع امتداد قصير للنهاية 3 & # x02032 لجزيء DNA مزدوج الشريطة (الشكل 2.10). يرتبط بروتينان خاصان بتسلسلات التكرار في التيلوميرات البشرية. هذه تسمى TRF1 ، والتي تساعد على تنظيم طول التيلومير ، و TRF2 ، التي تحافظ على امتداد الخيط الفردي. إذا تم تعطيل TRF2 ، فسيتم فقد هذا الامتداد واندماج اثنين من عديد النيوكليوتيدات معًا في رابطة تساهمية (فان ستينسل وآخرون. ، 1998). يُعتقد أن بروتينات التيلومير الأخرى تشكل رابطًا بين التيلومير ومحيط النواة ، وهي المنطقة التي يتم فيها توطين الكروموسوم (ثام وزاكيان ، 2000). لا يزال البعض الآخر يتوسط في النشاط الأنزيمي الذي يحافظ على طول كل تيلومير أثناء تكرار الحمض النووي. سنعود إلى هذا النشاط الأخير في القسم 13.2.4: إنه مهم لبقاء الكروموسوم وقد يكون مفتاحًا لفهم شيخوخة الخلية وموتها.

الشكل 2.10

التيلوميرات. التسلسل في نهاية التيلومير البشري. يختلف طول الامتداد 3 & # x02032 في كل تيلومير. انظر القسم 13.2.4 لمزيد من التفاصيل حول الحمض النووي التيلومري.

المربع 2.1

أنواع الكروموسومات غير العادية. تعرض مخططات karyogram لبعض الكائنات الحية ميزات غير عادية لا تعرضها النسخة البشرية. وتشمل هذه ما يلي: Minichromosomes قصيرة نسبيًا في الطول ولكنها غنية بالجينات. جينوم الدجاج ، على سبيل المثال ، هو (المزيد).

أين الجينات في جينوم حقيقيات النوى؟

في القسم السابق تعلمنا ذلك أرابيدوبسيس تحتوي السنتروميرات على جينات ولكن بكثافة أقل من تلك الموجودة في بقية الكروموسومات. هذا ينبهنا إلى حقيقة أن الجينات ليست مرتبة بالتساوي على طول الكروموسوم. في معظم الكائنات الحية ، يبدو أن الجينات تتوزع بشكل أقل عشوائيًا ، مع وجود اختلافات جوهرية في كثافة الجينات في مواقع مختلفة داخل الكروموسوم. متوسط ​​كثافة الجينات في أرابيدوبسيس هي 25 جينًا لكل 100 كيلو بايت ، ولكن حتى خارج السنتروميرات والتيلوميرات ، تختلف الكثافة من 1 إلى 38 جينًا لكل 100 كيلو بايت ، كما هو موضح في الشكل 2.11 لأكبر كروموسومات النبات الخمسة. وينطبق الشيء نفسه على الكروموسومات البشرية ، حيث تتراوح الكثافة من 0 إلى 64 جينًا لكل 100 كيلو بايت.

الشكل 2.11

كثافة الجينات على طول أكبر الخمسة نبات الأرابيدوبسيس thaliana الكروموسومات. يتم توضيح الكروموسوم 1 ، الذي يبلغ طوله 29.1 ميجا بايت ، بالأجزاء المتسلسلة الموضحة باللون الأحمر والوسطى والتيلوميرات باللون الأزرق. الخريطة الجينية أسفل الكروموسوم (المزيد)

تم الاشتباه في التوزيع غير المتكافئ للجينات داخل الكروموسومات البشرية لعدة سنوات قبل اكتمال تسلسل المسودة. كان هناك سطرين من الأدلة ، أحدهما يتعلق بأنماط النطاقات التي يتم إنتاجها عند تلطيخ الكروموسومات. ترتبط الأصباغ المستخدمة في هذه الإجراءات (انظر الجدول 2.4) بجزيئات الحمض النووي ، ولكن في معظم الحالات مع تفضيلات لأزواج قاعدية معينة. على سبيل المثال ، لدى Giemsa تقارب أكبر لمناطق الحمض النووي الغنية بالنيوكليوتيدات A و T. لذلك يُعتقد أن نطاقات G المظلمة في مخطط karyogram البشري (انظر الشكل 2.8) هي مناطق غنية بـ AT من الجينوم. التركيب الأساسي للجينوم ككل هو 59.7٪ A + T لذا يجب أن تحتوي العصابات G المظلمة على محتويات AT أكبر بكثير من 60٪. لذلك توقع علماء الوراثة الخلوية أنه سيكون هناك عدد أقل من الجينات في العصابات G المظلمة لأن الجينات تحتوي عمومًا على محتويات AT تبلغ 45 & # x0201350٪. تم تأكيد هذا التنبؤ عندما تمت مقارنة مسودة تسلسل الجينوم مع مخطط karyogram البشري (IHGSC ، 2001).

يشير السطر الثاني من الأدلة إلى التوزيع غير المتكافئ للجينات المشتق من نموذج isochore لتنظيم الجينوم (Gardiner ، 1996). وفقًا لهذا النموذج ، فإن جينومات الفقاريات والنباتات (وربما حقيقيات النوى الأخرى) عبارة عن فسيفساء من أجزاء من الحمض النووي ، يبلغ طول كل منها 300 كيلو بايت على الأقل ، مع كل جزء له تركيبة أساسية موحدة تختلف عن تلك الموجودة في الأجزاء المجاورة. يأتي دعم نموذج isochore من التجارب التي يتم فيها تقسيم الحمض النووي الجيني إلى أجزاء تبلغ حوالي 100 كيلو بايت ، ومعالجتها بأصباغ ترتبط على وجه التحديد بالمناطق الغنية بـ AT- أو GC ، والقطع المفصولة بالطرد المركزي المتدرج الكثافة (الملاحظة التقنية 2.2). عند إجراء هذه التجربة باستخدام الحمض النووي البشري ، تُرى خمسة أجزاء ، يمثل كل منها نوعًا مختلفًا من الأيزوكور مع تركيبة قاعدية مميزة: اثنتان من الإيزوكوريات الغنية بـ AT ، تسمى L1 و L2 ، وثلاث فئات غنية بالـ GC: H1 و H2 و H3 . وآخرها ، H3 ، هو الأقل وفرة في الجينوم البشري ، ويشكل 3٪ فقط من الإجمالي ، ولكنه يحتوي على أكثر من 25٪ من الجينات. هذا مؤشر واضح على أن الجينات لا تتوزع بالتساوي من خلال الجينوم البشري. يشير مشروع تسلسل الجينوم إلى أن نظرية isochore تبسط ما هو ، في الواقع ، نمط أكثر تعقيدًا من الاختلافات في التركيب الأساسي على طول كل كروموسوم بشري (IHGSC ، 2001). ولكن حتى لو تبين أنها فكرة خاطئة ، فقد لعبت نظرية isochore دورًا مهمًا في مساعدة علماء الأحياء الجزيئية في عصر ما قبل التسلسل لفهم بنية الجينوم.

المربع 2.2

تقنيات التنبيذ الفائق. منهجية لفصل مكونات الخلية والجزيئات الكبيرة أدى تطوير أجهزة الطرد المركزي عالية السرعة في عشرينيات القرن الماضي إلى تقنيات لفصل العضيات والكسور الأخرى عن الخلايا المعطلة. التقنية الأولى (المزيد)

ما هي الجينات الموجودة في جينوم حقيقيات النوى؟

هناك طرق مختلفة لتصنيف الجينات في جينوم حقيقيات النوى. أحد الاحتمالات هو تصنيف الجينات وفقًا لوظيفتها ، كما هو موضح في الشكل 1.18 (صفحة 21) للجينوم البشري. يتمتع هذا النظام بميزة أنه يمكن تقسيم الفئات الوظيفية الواسعة إلى حد ما المستخدمة في الشكل 1.18 لإنتاج تسلسل هرمي للأوصاف الوظيفية المحددة بشكل متزايد لمجموعات أصغر وأصغر من الجينات. يتمثل الضعف في هذا النهج في أن الوظائف لم يتم تعيينها بعد للعديد من الجينات حقيقية النواة ، لذا فإن هذا النوع من التصنيف يستبعد نسبة من مجموعة الجينات الإجمالية. هناك طريقة أكثر قوة تتمثل في بناء التصنيف ليس على وظائف الجينات ولكن على هياكل البروتينات التي تحددها. يتكون جزيء البروتين من سلسلة من المجالات ، لكل منها وظيفة كيميائية حيوية معينة. ومن الأمثلة على ذلك إصبع الزنك ، وهو أحد المجالات العديدة التي تمكن البروتين من الارتباط بجزيء الحمض النووي (القسم 9.1.4) ، ومجال الموت & # x02018 & # x02019 ، الموجود في العديد من البروتينات المشاركة في موت الخلايا المبرمج ، وهي العملية من موت الخلية المبرمج. يحتوي كل مجال على تسلسل خاص للأحماض الأمينية ، ربما لا يكون بالضبط نفس التسلسل في كل مثال من هذا المجال ، ولكنه قريب بما يكفي للتعرف على وجود مجال معين من خلال فحص تسلسل الأحماض الأمينية للبروتين. يتم تحديد تسلسل الأحماض الأمينية للبروتين من خلال تسلسل النوكليوتيدات لجينه ، لذلك يمكن تحديد المجالات الموجودة في البروتين من تسلسل النوكليوتيدات للجين الذي يرمز لهذا البروتين. لذلك يمكن تصنيف الجينات في الجينوم وفقًا لمجالات البروتين التي تحددها. تتمتع هذه الطريقة بميزة أنه يمكن تطبيقها على الجينات التي لا تُعرف وظائفها وبالتالي يمكن أن تشمل نسبة أكبر من مجموعة الجينات في الجينوم.

تشير مخططات التصنيف المستندة إلى وظيفة الجينات إلى أن جميع حقيقيات النوى تمتلك نفس المجموعة الأساسية من الجينات ، ولكن الأنواع الأكثر تعقيدًا لديها عدد أكبر من الجينات في كل فئة. على سبيل المثال ، يمتلك البشر أكبر عدد من الجينات في جميع الفئات المستخدمة في الشكل 2.12 باستثناء واحدة ، والاستثناء هو & # x02018metabolism & # x02019 حيث أرابيدوبسيس يأتي في المقدمة نتيجة لقدرته على التمثيل الضوئي ، الأمر الذي يتطلب مجموعة كبيرة من الجينات غير الموجودة في الجينومات الأربعة الأخرى المدرجة في هذه المقارنة. يكشف هذا التصنيف الوظيفي عن ميزات أخرى مثيرة للاهتمام ، لا سيما ذلك C. ايليجانس يحتوي على عدد كبير نسبيًا من الجينات التي تشارك وظائفها في إشارات الخلية الخلوية ، وهو أمر مثير للدهشة نظرًا لأن هذا الكائن الحي يحتوي فقط على 959 خلية. البشر ، الذين لديهم 10 13 خلية ، لديهم 250 جينًا إضافيًا فقط لإشارات الخلية الخلوية. بشكل عام ، يؤكد هذا النوع من التحليل على أوجه التشابه بين الجينومات ، لكنه لا يكشف عن الأساس الجيني لأنواع مختلفة جدًا من المعلومات البيولوجية الموجودة في جينومات ، على سبيل المثال ، ذباب الفاكهة والبشر. يحمل نهج المجال مزيدًا من الأمل في هذا الصدد لأنه يوضح أن الجينوم البشري يحدد عددًا من مجالات البروتين التي لا توجد في جينومات الكائنات الحية الأخرى ، بما في ذلك العديد من المجالات التي تشارك في أنشطة مثل التصاق الخلية ، والاقتران الكهربائي ، ونمو الخلايا العصبية (الجدول 2.5). هذه الوظائف مثيرة للاهتمام لأنها من الوظائف التي ننظر إليها على أنها تمنح السمات المميزة للفقاريات مقارنة بأنواع أخرى من حقيقيات النوى.

الشكل 2.12

مقارنة بين كتالوجات الجينات خميرة الخميرة, نبات الأرابيدوبسيس thaliana, أنواع معينة انيقة، ذبابة الفاكهة والبشر. يتم تصنيف الجينات وفقًا لوظائفها ، كما يتم استنتاجها من مجالات البروتين المحددة بواسطة كل جين. إعادة الرسم من (المزيد)

الجدول 2.5

أمثلة على مجالات البروتين المحددة بواسطة جينومات مختلفة.

هل من الممكن تحديد مجموعة من الجينات الموجودة في الفقاريات ولكنها ليست موجودة في حقيقيات النوى الأخرى؟ لا يمكن إجراء هذا التحليل إلا بطريقة تقريبية في الوقت الحالي نظرًا لتوافر عدد قليل فقط من تسلسلات الجينوم. يبدو حاليًا أن ما يقرب من خمس إلى ربع الجينات في الجينوم البشري هي فريدة من نوعها للفقاريات ، وربع آخر موجود فقط في الفقاريات والحيوانات الأخرى (الشكل 2.13).

الشكل 2.13

العلاقة بين كتالوج الجينات البشرية وكتالوجات المجموعات الأخرى من الكائنات الحية. يصنف المخطط الدائري كتالوج الجينات البشرية وفقًا لتوزيع الجينات الفردية في الكائنات الحية الأخرى. يوضح الرسم البياني ، على سبيل المثال ، أن 22٪ من (المزيد)

عائلات الجينات

منذ الأيام الأولى لتسلسل الحمض النووي ، كان من المعروف ذلك عائلات متعددة الأجيال - مجموعات من الجينات متطابقة أو متشابهة - هي سمات مشتركة للعديد من الجينومات. على سبيل المثال ، تحتوي كل حقيقيات النوى التي تمت دراستها (بالإضافة إلى جميع البكتيريا باستثناء أبسطها) على نسخ متعددة من الجينات للـ RNAs الريباسي غير المشفر (الرنا الريباسي القسم 3.2.1). يتضح هذا من خلال الجينوم البشري ، الذي يحتوي على ما يقرب من 2000 جين لـ 5S rRNA (ما يسمى لأنه يحتوي على معامل ترسيب 5S ، انظر الملاحظة الفنية 2.2) ، وكلها تقع في مجموعة واحدة على الكروموسوم 1. وهناك أيضًا حوالي 280 copies of a repeat unit containing the 28S, 5.8S and 18S rRNA genes, grouped into five clusters of 50� repeats, one on each of chromosomes 13, 14, 15, 21 and 22 (see Figure 2.8). Ribosomal RNAs are components of the protein-synthesizing particles called ribosomes, and it is presumed that their genes are present in multiple copies because there is a heavy demand for rRNA synthesis during cell division, when several tens of thousands of new ribosomes must be assembled.

The rRNA genes are examples of ‘simple’ or 𠆌lassical’ multigene families, in which all the members have identical or nearly identical sequences. These families are believed to have arisen by gene duplication, with the sequences of the individual members kept identical by an evolutionary process that, as yet, has not been fully described (Section 15.2.1). Other multigene families, more common in higher eukaryotes than in lower eukaryotes, are called 𠆌omplex’ because the individual members, although similar in sequence, are sufficiently different for the gene products to have distinctive properties. One of the best examples of this type of multigene family are the mammalian globin genes. The globins are the blood proteins that combine to make hemoglobin, each molecule of hemoglobin being made up of two α-type and two β-type globins. In humans the α-type globins are coded by a small multigene family on chromosome 16 and the β-type globins by a second family on chromosome 11 (Figure 2.14). These genes were among the first to be sequenced, back in the late 1970s (Fritsch وآخرون., 1980). The sequence data showed that the genes in each family are similar to one another, but by no means identical. In fact the nucleotide sequences of the two most different genes in the β-type cluster, coding for the β- and ε-globins, display only 79.1% identity. Although this is similar enough for both proteins to be β-type globins, it is sufficiently different for them to have distinctive biochemical properties. Similar variations are seen in the α-cluster.

Figure 2.14

The human α- and β-globin gene clusters. The α-globin cluster is located on chromosome 16 and the β-cluster on chromosome 11. Both clusters contain genes that are expressed at different developmental stages and each includes (more. )

Why are the members of the globin gene families so different from one another? The answer was revealed when the expression patterns of the individual genes were studied. It was discovered that the genes are expressed at different stages in human development: for example, in the β-type cluster ε is expressed in the early embryo, G& # x003b3 و أ& # x003b3 (whose protein products differ by just one amino acid) in the fetus, and δ and β in the adult (Figure 2.14). The different biochemical properties of the resulting globin proteins are thought to reflect slight changes in the physiological role that hemoglobin plays during the course of human development.

In some multigene families, the individual members are clustered, as with the globin genes, but in others the genes are dispersed around the genome. An example of a dispersed family is the five human genes for aldolase, an enzyme involved in energy generation, which are located on chromosomes 3, 9, 10, 16 and 17. The important point is that, even though dispersed, the members of the multigene family have sequence similarities that point to a common evolutionary origin. When these sequence comparisons are made it is sometimes possible to see relationships not only within a single gene family but also between different families. All of the genes in the α- and β-globin families, for example, have some sequence similarity and are thought to have evolved from a single ancestral globin gene. We therefore refer to these two multigene families as comprising a single globin gene superfamily, and from the similarities between the individual genes we can chart the duplication events that have given rise to the series of genes that we see today (Section 15.2.1).

Box 2.2

Two examples of unusual gene organization. These are occasionally found in small compact genomes such as those of viruses. Usually the amino acid sequences of the proteins coded by a pair of overlapping genes are not similar because the mRNAs are translated (more. )

2.2.2. Eukaryotic organelle genomes

Now we move out of the nucleus to examine the genomes present in the mitochondria and chloroplasts of eukaryotic cells. The possibility that some genes might be located outside of the nucleus - extrachromosomal genes as they were initially called - was first raised in the 1950s as a means of explaining the unusual inheritance patterns of certain genes in the fungus نيوروسبورا كراساالخميرة S. cerevisiae and the photosynthetic alga كلاميدوموناس رينهاردتي. Electron microscopy and biochemical studies at about the same time provided hints that DNA molecules might be present in mitochondria and chloroplasts. Eventually, in the early 1960s, these various lines of evidence were brought together and the existence of mitochondrial and chloroplast genomes, independent of and distinct from the nuclear genome, was accepted.

Physical features of organelle genomes

Almost all eukaryotes have mitochondrial genomes, and all photosynthetic eukaryotes have chloroplast genomes. Initially, it was thought that virtually all organelle genomes were circular DNA molecules. Electron microscopy studies had shown both circular and linear DNA in some organelles, but it was assumed that the linear molecules were simply fragments of circular genomes that had become broken during preparation for electron microscopy. We still believe that most mitochondrial and chloroplast genomes are circular, but we now recognize that there is a great deal of variability in different organisms. In many eukaryotes the circular genomes coexist in the organelles with linear versions and, in the case of chloroplasts, with smaller circles that contain subcomponents of the genome as a whole. The latter pattern reaches its extreme in the marine algae called dinoflagellates, whose chloroplast genomes are split into many small circles, each containing just a single gene (Zhang وآخرون., 1999). We also now realize that the mitochondrial genomes of some microbial eukaryotes (e.g. باراميسيوم, كلاميدوموناس and several yeasts) are always linear (Nosek وآخرون., 1998).

Copy numbers for organelle genomes are not particularly well understood. Each human mitochondrion contains about 10 identical molecules, which means that there are about 8000 per cell, but in S. cerevisiae the total number is probably smaller (less than 6500) even though there may be over 100 genomes per mitochondrion. Photosynthetic microorganisms such as كلاميدوموناس have approximately 1000 chloroplast genomes per cell, about one-fifth the number present in a higher plant cell. One mystery, which dates back to the 1950s and has never been satisfactorily solved, is that when organelle genes are studied in genetic crosses the results suggest that there is just one copy of a mitochondrial or chloroplast genome per cell. This is clearly not the case but indicates that our understanding of the transmission of organelle genomes from parent to offspring is less than perfect.

Mitochondrial genome sizes are variable (Table 2.6) and are unrelated to the complexity of the organism. Most multicellular animals have small mitochondrial genomes with a compact genetic organization, the genes being close together with little space between them. The human mitochondrial genome (see Figure 1.22), at 16 569 bp, is typical of this type. Most lower eukaryotes such as S. cerevisiae (Figure 2.15), as well as flowering plants, have larger and less compact mitochondrial genomes, with a number of the genes containing introns. Chloroplast genomes have less variable sizes (Table 2.6) and most have a structure similar to that shown in Figure 2.16 for the rice chloroplast genome.

Table 2.6

Sizes of mitochondrial and chloroplast genomes.

Figure 2.15

ال خميرة الخميرة mitochondrial genome. Because of their relatively small sizes, many mitochondrial genomes have been completely sequenced. In the yeast genome, the genes are more spaced out than in the human mitochondrial genome (Figure 1.22) (more. )

Figure 2.16

The rice chloroplast genome. Only those genes with known functions are shown. A number of the genes contain introns which are not indicated on this map. These discontinuous genes include several of those for tRNAs, which is why the tRNA genes are of different (more. )

The genetic content of organelle genomes

Organelle genomes are much smaller than their nuclear counterparts and we therefore anticipate that their gene contents are much more limited, which is indeed the case. Again, mitochondrial genomes display the greater variability, gene contents ranging from five for the malaria parasite المتصورة المنجلية to 92 for the protozoan Reclinomonas americana (Table 2.7 Lang وآخرون., 1997 Palmer, 1997a). All mitochondrial genomes contain genes for the non-coding rRNAs and at least some of the protein components of the respiratory chain, the latter being the main biochemical feature of the mitochondrion. The more gene-rich genomes also code for tRNAs, ribosomal proteins, and proteins involved in transcription, translation and transport of other proteins into the mitochondrion from the surrounding cytoplasm (Table 2.7). Most chloroplast genomes appear to possess the same set of 200 or so genes, again coding for rRNAs and tRNAs, as well as ribosomal proteins and proteins involved in photosynthesis (see Figure 2.16).

Table 2.7

Features of mitochondrial genomes.

A general feature of organelle genomes emerges from Table 2.7. These genomes specify some of the proteins found in the organelle, but not all of them. The other proteins are coded by nuclear genes, synthesized in the cytoplasm, and transported into the organelle. If the cell has mechanisms for transporting proteins into mitochondria and chloroplasts, then why not have all the organelle proteins specified by the nuclear genome? We do not yet have a convincing answer to this question, although it has been suggested that at least some of the proteins coded by organelle genomes are extremely hydrophobic and cannot be transported through the membranes that surround mitochondria and chloroplasts, and so simply cannot be moved into the organelle from the cytoplasm (Palmer, 1997b). The only way in which the cell can get them into the organelle is to make them there in the first place.

The origins of organelle genomes

The discovery of organelle genomes led to many speculations about their origins. Today most biologists accept that the endosymbiont theory is correct, at least in outline, even though it was considered quite unorthodox when first proposed in the 1960s. The endosymbiont theory is based on the observation that the gene expression processes occurring in organelles are similar in many respects to equivalent processes in bacteria. In addition, when nucleotide sequences are compared organelle genes are found to be more similar to equivalent genes from bacteria than they are to eukaryotic nuclear genes. The endosymbiont theory therefore holds that mitochondria and chloroplasts are the relics of free-living bacteria that formed a symbiotic association with the precursor of the eukaryotic cell, way back at the very earliest stages of evolution.

Support for the endosymbiont theory has come from the discovery of organisms which appear to exhibit stages of endosymbiosis that are less advanced than seen with mitochondria and chloroplasts. For example, an early stage in endosymbiosis is displayed by the protozoan مفارقة السيانوفورا, whose photosynthetic structures, called cyanelles, are different from chloroplasts and instead resemble ingested cyanobacteria. Similarly, the ريكتسيا, which live inside eukaryotic cells, might be modern versions of the bacteria that gave rise to mitochondria (Andersson وآخرون. ، 1998). It has also been suggested that the hydrogenosomes of trichomonads (unicellular microbes, many of which are parasites), some of which have a genome but most of which do not, represent an advanced type of mitochondrial endosymbiosis (Palmer, 1997b Akhmanova وآخرون., 1998).

If mitochondria and chloroplasts were once free-living bacteria, then since the endosymbiosis was set up there must have been a transfer of genes from the organelle into the nucleus. We do not understand how this occurred, or indeed whether there was a mass transfer of many genes at once, or a gradual trickle from one site to the other. But we do know that DNA transfer from organelle to nucleus, and indeed between organelles, still occurs. This was discovered in the early 1980s, when the first partial sequences of chloroplast genomes were obtained. It was found that in some plants the chloroplast genome contains segments of DNA, often including entire genes, that are copies of parts of the mitochondrial genome. The implication is that this so-called promiscuous DNA has been transferred from one organelle to the other. We now know that this is not the only type of transfer that can occur. ال أرابيدوبسيس mitochondrial genome contains various segments of nuclear DNA as well as 16 fragments of the chloroplast genome, including six tRNA genes that have retained their activity after transfer to the mitochondrion. The nuclear genome of this plant includes several short segments of the chloroplast and mitochondrial genomes as well as a 270-kb piece of mitochondrial DNA located within the centromeric region of chromosome 2 (Copenhaver وآخرون., 1999 AGI, 2000). The transfer of mitochondrial DNA to vertebrate nuclear genomes has also been documented.


محتويات

Different factors have been proposed to be related to codon usage bias, including gene expression level (reflecting selection for optimizing the translation process by tRNA abundance), guanine-cytosine content (GC content, reflecting horizontal gene transfer or mutational bias), guanine-cytosine skew (GC skew, reflecting strand-specific mutational bias), amino acid conservation, protein hydropathy, transcriptional selection, RNA stability, optimal growth temperature, hypersaline adaptation, and dietary nitrogen. [11] [12] [13] [14] [15] [16]

Mutational bias versus selection Edit

Although the mechanism of codon bias selection remains controversial, possible explanations for this bias fall into two general categories. One explanation revolves around the selectionist theory, in which codon bias contributes to the efficiency and/or accuracy of protein expression and therefore undergoes positive selection. The selectionist model also explains why more frequent codons are recognized by more abundant tRNA molecules, as well as the correlation between preferred codons, tRNA levels, and gene copy numbers. Although it has been shown that the rate of amino acid incorporation at more frequent codons occurs at a much higher rate than that of rare codons, the speed of translation has not been shown to be directly affected and therefore the bias towards more frequent codons may not be directly advantageous. However, the increase in translation elongation speed may still be indirectly advantageous by increasing the cellular concentration of free ribosomes and potentially the rate of initiation for messenger RNAs (mRNAs). [17]

The second explanation for codon usage can be explained by mutational bias, a theory which posits that codon bias exists because of nonrandomness in the mutational patterns. In other words, some codons can undergo more changes and therefore result in lower equilibrium frequencies, also known as “rare” codons. Different organisms also exhibit different mutational biases, and there is growing evidence that the level of genome-wide GC content is the most significant parameter in explaining codon bias differences between organisms. Additional studies have demonstrated that codon biases can be statistically predicted in prokaryotes using only intergenic sequences, arguing against the idea of selective forces on coding regions and further supporting the mutation bias model. However, this model alone cannot fully explain why preferred codons are recognized by more abundant tRNAs. [17]

Mutation-selection-drift balance model Edit

To reconcile the evidence from both mutational pressures and selection, the prevailing hypothesis for codon bias can be explained by the mutation-selection-drift balance model. This hypothesis states that selection favors major codons over minor codons, but minor codons are able to persist due to mutation pressure and genetic drift. It also suggests that selection is generally weak, but that selection intensity scales to higher expression and more functional constraints of coding sequences. [17]

Effect on RNA secondary structure Edit

Because secondary structure of the 5’ end of mRNA influences translational efficiency, synonymous changes at this region on the mRNA can result in profound effects on gene expression. Codon usage in noncoding DNA regions can therefore play a major role in RNA secondary structure and downstream protein expression, which can undergo further selective pressures. In particular, strong secondary structure at the ribosome-binding site or initiation codon can inhibit translation, and mRNA folding at the 5’ end generates a large amount of variation in protein levels. [18]

Effect on transcription or gene expression Edit

Heterologous gene expression is used in many biotechnological applications, including protein production and metabolic engineering. Because tRNA pools vary between different organisms, the rate of transcription and translation of a particular coding sequence can be less efficient when placed in a non-native context. For an overexpressed transgene, the corresponding mRNA makes a large percent of total cellular RNA, and the presence of rare codons along the transcript can lead to inefficient use and depletion of ribosomes and ultimately reduce levels of heterologous protein production. In addition, the composition of the gene (e.g. the total number of rare codons and the presence of consecutive rare codons) may also affect translation accuracy. [19] [20] However, using codons that are optimized for tRNA pools in a particular host to overexpress a heterologous gene may also cause amino acid starvation and alter the equilibrium of tRNA pools. This method of adjusting codons to match host tRNA abundances, called codon optimization, has traditionally been used for expression of a heterologous gene. However, new strategies for optimization of heterologous expression consider global nucleotide content such as local mRNA folding, codon pair bias, a codon ramp, codon harmonization or codon correlations. [21] [22] With the number of nucleotide changes introduced, artificial gene synthesis is often necessary for the creation of such an optimized gene.

Specialized codon bias is further seen in some endogenous genes such as those involved in amino acid starvation. For example, amino acid biosynthetic enzymes preferentially use codons that are poorly adapted to normal tRNA abundances, but have codons that are adapted to tRNA pools under starvation conditions. Thus, codon usage can introduce an additional level of transcriptional regulation for appropriate gene expression under specific cellular conditions. [22]

Effect on speed of translation elongation Edit

Generally speaking for highly expressed genes, translation elongation rates are faster along transcripts with higher codon adaptation to tRNA pools, and slower along transcripts with rare codons. This correlation between codon translation rates and cognate tRNA concentrations provides additional modulation of translation elongation rates, which can provide several advantages to the organism. Specifically, codon usage can allow for global regulation of these rates, and rare codons may contribute to the accuracy of translation at the expense of speed. [23]

Effect on protein folding Edit

البروتين للطي في الجسم الحي is vectorial, such that the N-terminus of a protein exits the translating ribosome and becomes solvent-exposed before its more C-terminal regions. As a result, co-translational protein folding introduces several spatial and temporal constraints on the nascent polypeptide chain in its folding trajectory. Because mRNA translation rates are coupled to protein folding, and codon adaptation is linked to translation elongation, it has been hypothesized that manipulation at the sequence level may be an effective strategy to regulate or improve protein folding. Several studies have shown that pausing of translation as a result of local mRNA structure occurs for certain proteins, which may be necessary for proper folding. Furthermore, synonymous mutations have been shown to have significant consequences in the folding process of the nascent protein and can even change substrate specificity of enzymes. These studies suggest that codon usage influences the speed at which polypeptides emerge vectorially from the ribosome, which may further impact protein folding pathways throughout the available structural space. [23]

In the field of bioinformatics and computational biology, many statistical methods have been proposed and used to analyze codon usage bias. [24] Methods such as the 'frequency of optimal codons' (Fop), [25] the relative codon adaptation (RCA) [26] or the codon adaptation index (CAI) [27] are used to predict gene expression levels, while methods such as the 'effective number of codons' (Nc) and Shannon entropy from information theory are used to measure codon usage evenness. [28] Multivariate statistical methods, such as correspondence analysis and principal component analysis, are widely used to analyze variations in codon usage among genes. [29] There are many computer programs to implement the statistical analyses enumerated above, including CodonW, GCUA, INCA, etc. Codon optimization has applications in designing synthetic genes and DNA vaccines. Several software packages are available online for this purpose (refer to external links).


استنتاج

D. radiodurans recA isolates carrying gross genome rearrangements were sequenced and their genomes fully assembled de novo with the goal of identifying genome rearrangements and characterizing the D. radiodurans in situ RecA-independent DSB repair. The detected rearrangements consisted of large deletions in chromosome II in all the sequenced recA يعزل. Characteristics of the detected DSB repair differed significantly from the SSA repair previously demonstrated in D. radiodurans the detected DSB repair utilized short repeats as opposed to otherwise abundantly present long repeats and worked over larger linear DNA distances from those previously tested. We detected no sequence changes in regions bordering large deletions, i.e. no proof of a NHEJ mechanism, in concordance with literature. Our results suggest that large genome deletions in D. radiodurans recA mutants occur via alternative end-joining (A-EJ) that mechanistically resembles SSA. All the deletions were situated in a similar region of chromosome II, likely due to a combination of several factors: (i) negative selection for rearrangements in other genome regions, (ii) higher occurrence or co-occurrence of DSBs at the terminus region of chromosome II resulting from both the recA genotype and convergence of replication forks, and (iii) negative filtering of isolates possibly carrying smaller-scale genome rearrangements (due to limitations of PFGE as a method for rearrangement detection). Except for the genome rearrangements described above, we found no evidence of other rearrangements in the five sequenced strains. However, our PFGE system for rearrangement detection might have missed clones carrying small scale and/or lethal rearrangements caused by mechanisms other than A-EJ.

The conclusions of our study are limited by the type of experiments we have done. We detect a new DSB repair mechanism in D. radiodurans, but its exact identification relies on matching a limited set of the detected characteristics with characteristics typical for potential mechanisms reported in the literature. Even though reported characteristics of A-EJ best match the observations, additional work is needed to delineate possible functional overlaps or cross-talk with other DNA repair mechanisms, and identify enzymatic functions involved. Our experiments could only detect A-EJ through genome rearrangements unexpectedly, all the detected rearrangements occurred in the similar region of chromosome II, on which non-essential functions tend to be coded. Further experimentation is needed to confirm whether other genomic changes could be associated with the novel mechanism, and whether other genome regions are susceptible to these changes.

Our previous and present results are the first to demonstrate large DNA rearrangements involving only genome sequences naturally present in D. radiodurans cells (Repar et al. 2010 10 this paper). In addition, all the detected rearrangements were observed in living cells thus implying that the underlying A-EJ mechanism contributes to cell survival through DSB repair. Although this contribution might appear negligible compared to that of the RecA-dependent repair mechanisms, the A-EJ pathway may provide a significant add to the survival kit of D. radiodurans, especially when combined with an effective antioxidation protein-protection that is also present in this bacterium 23,24,25 . في الواقع، D. radiodurans lacking recA is similarly radiation resistant as wild-type بكتريا قولونية 70 suggesting that under the conditions of antioxidation protein-protection, RecA-independent DNA repair mechanisms, such as SSA and A-EJ, can significantly contribute to radiation survival.


Bacteriophages

Figure 1. Bacteriophages attached to a host cell (transmission electron micrograph). In bacteriophage with tails, like the one shown here, the tails serve as a passageway for transmission of the phage genome. (credit: modification of work by Dr. Graham Beards scale-bar data from Matt Russell)

Most bacteriophages are dsDNA viruses, which use host enzymes for DNA replication and RNA transcription. Phage particles must bind to specific surface receptors and actively insert the genome into the host cell. (The complex tail structures seen in many bacteriophages are actively involved in getting the viral genome across the prokaryotic cell wall.) When infection of a cell by a bacteriophage results in the production of new virions, the infection is said to be إنتاجي. If the virions are released by bursting the cell, the virus replicates by means of a دورة تحليلية (الشكل 2). مثال على العاثية اللايتية هو T4 ، الذي يصيب الإشريكية القولونية وجدت في الأمعاء البشرية. ومع ذلك ، في بعض الأحيان ، يمكن للفيروس أن يبقى داخل الخلية دون إطلاقه. For example, when a temperate bacteriophage infects a bacterial cell, it replicates by means of a دورة ليسوجينيك (Figure 2), and the viral genome is incorporated into the genome of the host cell. When the phage DNA is incorporated into the host-cell genome, it is called a نبوءة . مثال على العاثية اللايسوجينية هو فيروس λ (lambda) ، الذي يصيب أيضًا ه. القولونية بكتيريا. Viruses that infect plant or animal cells may sometimes undergo infections where they are not producing virions for long periods. An example is the animal herpesviruses, including herpes simplex viruses, the cause of oral and genital herpes in humans. في عملية تسمى وقت الإستجابة ، يمكن أن توجد هذه الفيروسات في الأنسجة العصبية لفترات طويلة من الزمن دون إنتاج فيروسات جديدة ، فقط لتترك الكمون بشكل دوري وتسبب آفات في الجلد حيث يتكاثر الفيروس. على الرغم من وجود أوجه تشابه بين اللايسوجين والكمون ، فإن مصطلح الدورة اللايسوجينية عادة ما يكون محجوزًا لوصف العاثيات. Latency will be described in more detail in the next section.

Figure 2. A temperate bacteriophage has both lytic and lysogenic cycles. في الدورة اللايتية ، تقوم العاثية بتكرار الخلية المضيفة وتحللها. في الدورة اللايسوجينية ، يتم دمج دنا العاثيات في جينوم المضيف ، حيث يتم نقله إلى الأجيال اللاحقة. قد تتسبب الضغوطات البيئية مثل الجوع أو التعرض للمواد الكيميائية السامة في رفع المكوس والدخول في الدورة اللايتية.

سؤال الممارسة

أي من العبارات التالية غير صحيح؟

  1. في الدورة اللايتية ، يتم إنتاج العاثيات الجديدة وإطلاقها في البيئة.
  2. في الدورة اللايسوجينية ، يتم دمج دنا العاثيات في جينوم المضيف.
  3. يمكن أن يتسبب الإجهاد البيئي في بدء العاثية في بدء الدورة اللايسوجينية.
  4. Cell lysis only occurs in the lytic cycle.

Helicobacter Pylori

CagA and the cag PAI

ال الخنجر PAI is a chromosomal region of >30 kb, encoding ∼28 genes. Distribution of the الخنجر PAI varies with geographic regions, about 70% of strains from Western countries contain the island, while الخنجر PAI carriage is almost universal in Asia. In contrast, at least one population of جرثومة المعدة, termed hpAfrica2, exists in South Africa that always lacks a الخنجر PAI. Possession by a strain of a functional الخنجر PAI is associated with a higher risk of tissue response (greater numbers of inflammatory cells, more induction of proinflammatory cytokines, such as IL-8), and a higher risk of ulcers, mucosal atrophy, and gastric carcinoma. العديد من الخنجر PAI genes encode proteins with homology to components of the T pilus of أغروباكتريوم توميفاسيانز, the prototype of a type IV secretion apparatus. Type IV secretion systems are multisubunit nanomachines that can introduce proteins (and/or DNA) into host cells and thereby influence cellular functions. After contact with host cells, using an integrin on the epithelial cell surface as a receptor, the الخنجر type IV apparatus forms a pilus-like appendage that translocates the protein CagA into host epithelial cells. After its delivery into the host cell, CagA becomes phosphorylated by cellular kinases at specific phosphorylation sites (EPIYA motifs), and binds to several target proteins, including SHP-2, Csk, and PAR-1. These interactions, of which some are phosphorylation-dependent and some are phosphorylation-independent, induce multiple events that contribute to cellular responses, such as the morphogenetic changes characteristic of cell infection with الخنجر-positive جرثومة المعدة strains, and may ultimately lead to malignant transformation. CagA has therefore been termed a bacterial oncoprotein. About 70% of all جرثومة المعدة strains possess the الخنجر PAI.


Future studies

Detection of ATP-dependent DNA ligases in Bacteria has opened up many questions related to the role of these DNA end-joining enzymes in Bacteria. The most important of these is do these enzymes play any role in cellular functions? The prevalence of such sequences in so many unrelated organisms suggests that they do (or did) play a biological role. However, we emphasize that many of the points proposed within this review are based on putative protein function assigned from the analysis of genome sequences. As a high priority, it must be established experimentally that the potential genes identified in each organism encode active DNA ligases. In Eukarya, the various DNA ligases are used in different aspects of DNA metabolism, and it is important to define whether there is a similar division of labour between the various Bacterial isozymes. Furthermore, identification of their cellular role(s) may provide answers to evolutionary questions that are raised by the presence of multiple DNA ligases in Bacteria. For example, why do some Bacteria have several types of DNA ligases when others make do with only one? Also, if some Bacteria use both ATP- and NAD + -dependent DNA ligases, why do Eukarya use only ATP-dependent enzymes? The imminent publication of many genome sequences and the application of proteomic technologies should answer these questions.

Proposals for DNA ligases to be considered as potential targets for novel antibiotics stemmed from the observation that the enzymes found in Bacteria and Eukarya used different cofactors. As NAD + -dependent enzymes have not been found in Eukarya, these enzymes may still provide valuable antibiotic targets. However, the discovery of ATP-dependent DNA ligases in Bacteria prompts re-evaluation of this pharmacological application. Bacterial NAD + -dependent DNA ligases have been studied for more than 30 years, but surprisingly few genetic and biochemical details are known about their regulation. DNA ligases are essential elements in many DNA metabolic pathways in Bacterial cells, but their mode of interaction with other components of these reactions is unknown. Significant breakthroughs in studies of DNA ligases have occurred as a result of the utilization of a broad range of techniques encompassing molecular biology and protein biochemistry. Application of these techniques to proteins from a wider range of organisms will, undoubtedly, provide further insights into these ubiquitous and important enzymes.


الانتماءات

Department of Molecular Evolution University of Gdańsk, Wita Stwosza 59, Gdańsk, 80-308, Poland

Agata Jurczak-Kurek & Agata Mieszkowska

Laboratory of Molecular Biology (affiliated with University of Gdańsk), Institute of Biochemistry and Biophysics, Polish Academy of Sciences, Wita Stwosza 59, Gdańsk, 80-308, Poland

Tomasz Gąsior & Alicja Węgrzyn

Department of Molecular Biology, and University of Gdańsk, Wita Stwosza 59, Gdańsk, 80-308, Poland

Bożena Nejman-Faleńczyk, Sylwia Bloch, Aleksandra Dydecka, Gracja Topka, Agnieszka Necel & Grzegorz Węgrzyn

Department of Genetics and Marine Biotechnology, Institute of Oceanology, Polish Academy of Sciences, Powstańców Warszawy 55, Sopot, 81-712, Poland

Magdalena Jakubowska-Deredas & Borys Wróbel

Laboratory of Electron Microscopy, University of Gdańsk, Wita Stwosza 59, Gdańsk, 80-308, Poland

Magdalena Narajczyk & Malwina Richert

Institute of Molecular Biology and Biotechnology, Adam Mickiewicz University in Poznań, Umultowska 89, Poznań, 61-614, Poland


شاهد الفيديو: صحة. ماهي بكتيريا اي كولاي (ديسمبر 2022).