معلومة

عدد ألياف المغزل خلال الطور الاستوائي؟

عدد ألياف المغزل خلال الطور الاستوائي؟


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

أثناء الطور الاستوائي ، يتم ترتيب الكروموسومات على الصفيحة الاستوائية وترتبط بألياف المغزل. بعد المرحلة S ، هل يمكن القول أن الخلية تصل إلى تكوين 4n؟

أيضًا ، أثناء الطور الاستبدادي ، نظرًا لأن ألياف مغزل (واحدة من المركز الأيمن والأخرى من المركز الأيسر) متصلة برباعي واحد ، لذلك يمكن أن يقال بنمط محدد جيدًا للإنسان ، 46 * 2 = 92 مغزل تتشكل الألياف من أجل المضي قدما في الانقسام؟ كيف سيختلف الرقم أيضًا في حالة Meiosis I و Meiosis II؟


عدد ألياف المغزل هو في الواقع أكثر من العدد الإجمالي لأزواج الحركية. تسمى الألياف المرتبطة بالحركية الحركية ألياف K والألياف الأخرى تسمى الألياف القطبية. لا أستطيع أن أقول بالتأكيد أن هناك ألياف K واحدة بالضبط لكل kinetochore ولكن وفقًا لتعريفها ومن الصور المجهرية ، يمكنك أن تستنتج أن هناك واحدًا لكل kinetochore.

في الطور الانقسامي العادي ، هناك 2n من أزواج kinetochore ، وكما حسبت بشكل صحيح ، سيكون هناك 96 من الألياف K.

في الانقسام الاختزالي- I ، يوجد رباعي يحتوي على أزواج من kinetochore ولكن تلك الموجودة في الكروماتيدات الشقيقة تتصرف كوحدة واحدة. لذلك سيكون هناك 23 ألياف.

يتم تخفيف اندماج kinetochores للكروماتيدات الشقيقة في الانقسام الاختزالي الثاني ومرة ​​أخرى يتطلب الفصل 23 أليافًا.

من فضلك الق نظرة على هذا المقال. شرح البيولوجيا الجزيئية للانقسام الاختزالي بشكل جيد: http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0092867403000837

المزيد عن تكوين الألياف K:

http://link.springer.com/article/10.1007/s00412-005-0028-2/fulltext.html


يتم بناء Centrioles من مجموعة أسطوانية من 9 أنابيب دقيقة، كل منها مرتبط به 2 أنبوب صغير جزئي. الشكل ( PageIndex <1> ) هو صورة مجهرية إلكترونية تعرض مقطعًا عرضيًا للمريكز بمصفوفته المكونة من تسعة توائم من الأنابيب الدقيقة.

الشكل ( PageIndex <1> ): مقطع عرضي لمركزي (بإذن من E. deHarven). التكبير هو حوالي 305000.

عندما تدخل خلية في دورة الخلية وتمر عبر المرحلة S ، يتم تكرار كل مركز. & quotdaughter & quot & quot؛ مريكز & quot؛ ينمو من جانب كل من الوالدين (& quotmother & quot). وبالتالي فإن تكرار المريكز و [مدش] مثل تكرار الحمض النووي (الذي يحدث في نفس الوقت) و [مدش] هو شبه محافظ.

  • تنمو الأنابيب الدقيقة الوظيفية فقط من & quotmother & quot.
  • متي الخلايا الجذعية انقسام ، تبقى إحدى الخلايا الوليدة خلية جذعية ، وتمضي الأخرى في التمايز. في نظامين حيوانيين تم فحصهما (خلايا الفئران الدبقية و ذبابة الفاكهة خلايا السلالة الجرثومية الذكرية) ، تظل الخلية التي تستقبل المريكز القديم (& quotmother & quot) خلية جذعية بينما تستمر الخلية التي تتلقى ما كان المريكز الأصلي & الحبيبة & quot في التمايز. (يمكنك أن تقرأ عن هذه النتائج في Wang، X.، وآخرون. آل., طبيعة سجية، 15 أكتوبر 2009.)

المريكزات هي سمة أساسية للخلايا حقيقية النواة ومن المفترض أنها نشأت مع حقيقيات النوى الأولى. منذ ذلك الحين ، فقدت مجموعات قليلة المريكزات الخاصة بها بما في ذلك معظم الفطريات (ولكن ليس الفطريات البدائية) ، والنباتات quothigher & quot (ولكن ليس الطحالب البدائية والسراخس والسيكاسيات مع حيواناتها المنوية المتحركة) ويفقد بيض الحيوانات المريكز الخاص به أثناء الانقسام الاختزالي ويجب أن يكون لديه يعيدها الحيوانات المنوية التي تخصبه

في الخلايا غير المنقسمة ، يمكن للمريكز الأم أن يعلق بالجانب الداخلي من غشاء البلازما مكونًا أ جسم أساسي. في جميع أنواع الخلايا تقريبًا ، يشكل الجسم الأساسي هدبًا أوليًا غير متحرك. في الخلايا ذات السوط ، على سبيل المثال الحيوانات المنوية ، يتطور السوط من جسم قاعدي واحد. (في حين أن خلايا الحيوانات المنوية لها جسم قاعدي ، فإن البويضات لا تحتوي على أي جسم. لذا فإن الجسم الأساسي للحيوانات المنوية ضروري للغاية لتشكيل جسيم مركزي الذي سيشكل مغزلًا يمكن أن يحدث التقسيم الأول من البيضة الملقحة.)

في مهدب خلايا مثل الخلايا الظهارية العمودية للرئتين والأوليات الهدبية مثل البراميسيوم ، تتشكل العديد من الأجسام القاعدية ، كل منها ينتج هدبًا نابضًا. يتم إنتاج معظم المريكزات الخاصة بهم عن طريق التكرار المتكرر للمريكز الابنة للجسيم المركزي ويتم تجميعها مؤقتًا في عضية خاصة تسمى deuteroبعض (لا ينبغي الخلط بينه وبين deuteroستوم). سينتريولز ينظمون جسيم مركزي التي يتم تضمينها فيها.


النبات والخلية ومكوناتها الجزيئية

مساء. داي. JB Harborne ، في الكيمياء الحيوية النباتية ، 1997

(ج) بروميثافيز

في مرحلة ما قبل الطور (الطور المتأخر) تتكثف الكروموسومات داخل الغلاف النووي وتظهر ألياف النجمة على السطح الخارجي للكروموسومات. عندما يختفي الغلاف النووي ، يتشكل المغزل في الطور المبكر. تتكون ألياف المغزل من حزم من الأنابيب الدقيقة تشع من الأطراف المتقابلة ويشار إليها بأقطاب الخلية. ثم تهاجر الكروموسومات إلى المستوى الاستوائي حيث ترتبط بأحد ألياف المغزل. في الخلايا الحيوانية ، يحدث تكوين المغزل عن طريق الجسيمات المركزية ، التي تتكون من مريكزات مزدوجة بزوايا قائمة محاطة بمواد غير متبلورة. الجسيم المركزي هو المركز الرئيسي لتنظيم الأنابيب الدقيقة خلال الطور البيني. يتكرر الجسيم المركزي في أواخر G 1 ومراحل S والزوج يمكن ملاحظته خارج الغلاف النووي مباشرة. ومع ذلك ، لا تحتوي النباتات العليا على جسيمات مركزية مميزة على الرغم من أن النواة وديناميكيات الأنابيب الدقيقة الخاصة بها تشير إلى أن النباتات تمتلك أنشطة مركز تنظيم الأنابيب الدقيقة المعتمدة على دورة الخلية (MTOC). عادة ما يحدث بدء بلمرة الأنابيب الدقيقة داخل الخلية في مواقع نواة محددة يشار إليها باسم MTOCs. في معظم النباتات العليا ، يتميز بدء الانقسام بحدثين متتاليين يشملان مجموعات مختلفة من الأنابيب الدقيقة. هذه هي إنتاج نطاق الطور الأولي وتطور المغزل ثنائي القطب. تشع الأنابيب الدقيقة السيتوبلازمية للنباتات العليا من سطح النواة باتجاه قشرة الخلية. هذا هو أحد الجوانب الخاصة للهيكل الخلوي للنبات بالمقارنة مع أنواع الخلايا الأخرى. قد يشتمل السطح النووي للمحطة على نشاط MTOC وقد يمثل هذا أحد العوامل المهمة في التحكم في بدء الانقسام الفتيلي. هناك أدلة تجريبية تدعم دور السطح النووي للنبات كموقع نواة للأنابيب الدقيقة. عندما يبدأ الانقسام الخيطي وتخضع الكروموسومات للتكثيف ، فقد ثبت أن دمج التوبولين يزداد على السطح النووي للكروموسومات هيمانثوس خلايا السويداء في الطور الأولي ، والتي من المحتمل أن تكون عنصر تحكم في التنوي يعتمد على دورة الخلية. يتم تكوين المغزل ثنائي القطب (الشكل 1.22) حول النواة من خلال التقارب العابر للأنابيب الدقيقة التي تشكل مراكز شبيهة بالنجوم ، والتي تنتج فيما بعد أعمدة المغزل. يُعتقد أن هذا التفاعل المتزايد للأنابيب الدقيقة يتم بوساطة بروتينات محددة مرتبطة بالأنابيب الدقيقة (MAPs). تم العثور على الكالمودولين بتركيز أعلى في المناطق القطبية المركزية للخلايا الحيوانية. يوجد أيضًا في مراكز الأنابيب الدقيقة هذه ، مما يشير إلى وجود آلية ينظمها الهدوء في النباتات العليا.

إن الحدث الكروموسومي المهم في الطور المسبق هو ارتباط الكروموسومات بالمغزل وحركتها نحو مركز المغزل. يحدث ارتباط الكروموسوم بالمغزل عند kinetochore ، والذي يحتوي على بروتينات للربط الكروماتيد. يسمح انهيار الغلاف النووي للحركات الحركية بالتعلق بالأنابيب الدقيقة للمغزل.


ملاحظات على الأنابيب الدقيقة والمغزل

أثناء عملية الانقسام الخلوي ، تختفي الشبكة السيتوبلازمية للأنابيب الدقيقة ويتم إعادة تجميع الأنابيب الدقيقة في شكل مغزل في الخلية المنقسمة (في كل من انقسام الخلايا الانقسامية والانقسام العضلي). على الرغم من أن نمط التحكم في هذا الاختفاء والمعروف عنه ليس واضحًا تمامًا ، إلا أنه تم إدراك أن هناك العديد من المناطق التي تعمل كمراكز تنظيمية صغيرة وأنابيب صغيرة (MOCs أو MTQCs).

فيما يلي أمثلة لمراكز تنظيم الأنابيب الدقيقة المختلفة التي تنطوي على انقسام الخلية:

إنها تشكل المغزل الانقسامي وكذلك الأقمار الصناعية المركزية التي تشكل مريكزات أخرى.

هذه هي المناطق الموجودة على مراكز الكروموسومات والتي هي مواقع التعلق للأنابيب الدقيقة للمغزل الانقسامي.

(3) سحابة Pericentriolar:

وقد ثبت أيضًا أن الأنابيب الدقيقة تتجمع وتتخبط من السحابة المحيطة بالمركز وليس من المريكزات.

في الخلايا النباتية لأنها لا تحتوي على المريكزات ، لذلك تلعب المراكز الأخرى دورًا في تنظيم الأنبوب الصغير والشيب. يحدث تجميع الأنابيب الدقيقة في ثلاث خطوات. في الخطوة الأولى ، ترتبط ثنائيات α-β tubulin المجانية طوليًا لتشكيل رثاء بروتوفي قصير غير مستقر. بعد ذلك ، ترتبط الخيوط الأولية القصيرة أفقياً بصفيحة منحنية أكثر ثباتًا.

في الخطوة الأخيرة ، ينضم ثلاثة عشر من هذه الخيوط البدائية بشكل جانبي لتشكيل الأسطوانة (الشكل 5.7). ثم ينمو الأنبوب المجهري والأنابيب الصغيرة بإضافة الوحدات الفرعية إلى نهايات الخيوط الأولية.

تتطلب عملية تجميع الأنابيب الدقيقة أن تكون مونومرات التوبولين مرتبطة بـ GTP و Mg 2+ والأيونات. على الرغم من أن ارتباط GTP ضروري لتجميع الأنابيب الدقيقة ، إلا أن التحلل المائي GTP لا يوفر الطاقة اللازمة لدفع العملية والخطأ. يظل GTP مرتبطًا بالتوبيولين في الألياف الدقيقة.

عندما يتحلل GTP مائيًا إلى الناتج المحلي الإجمالي ، تصبح المونومرات أقل استقرارًا وتفككًا. قد تحدث البلمرة والخلل والتحلل للأنابيب الدقيقة في أي من الطرفين ، وقد تستمر بشكل مستقل. الأنابيب الدقيقة لها نهايات زائد وناقص. يحدث تجميع أو تفكيك الأنابيب الدقيقة في النهاية الإضافية بشكل أسرع مما يحدث في النهاية السالبة.

يعمل الكولشيسين والفينبلاستين والفينكريستين والبودوفيلوتوكسين على تثبيط تجميع الأنابيب الدقيقة بينما يعزز التاكسول وتثبيت تكوين الأنابيب الدقيقة والشيتية.

جهاز المغزل:

تم تطبيق المصطلح & # 8216 mitotic device & # 8217 or & # 8216spindle device & # 8217 على زهور النجمة التي تحيط بالمريكزات مع المغزل الانقسامي.

يحتوي جهاز المغزل على ألياف الكروموسومات والخلل ، والتي تربط الكروموسومات بالقطب والألياف المستمرة ، وتمدد القطب إلى قطب الألياف البينية التي لوحظت بين الكروموسومات والنواة الابنة في الطور والطور البعيد والتي تتكون جميعها من الأنابيب الدقيقة (الشكل 5.8 أ) ).

وقد كشف كل من EM و stu & shydies المجهري الاستقطاب أنه في الخلايا النباتية ، التي تخلو من المريكزات والزهور النجمية ، تظهر ألياف المغزل الأولى في الطور الأولي في منطقة واضحة وتلتف حول النواة. يكون الانكسار أقوى بالقرب من الحركية ولكنه يصبح أضعف تجاه القطبين. أثناء الطور ، يتم قيادة chro & shymosomes بواسطة ألياف مغزل chro و shymosomal شديدة الانكسار (الشكل 5.8 ب).

تصبح الألياف المستمرة والخجولة ، التي يكون فيها الانكسار منخفضًا في الطور المبكر ، أكثر وضوحًا في الطور المتأخر والطور البعيد. أثناء الطور الصاعد في خلية نباتية ، من الممكن التفريق بين الأنبوبات الدقيقة والشبيبات الملحقة بالحركية في الصبغ والجسم من تلك التي تشكل الألياف المستمرة والمتداخلة بين المناطق.

أظهرت دراسة أجريت على عدد الأنابيب الدقيقة أنه قد يكون هناك عدد قليل من الأنبوبات الدقيقة والمفردة لكل كروموسوم في مغزل خلية الخميرة وما يصل إلى 5000 في مغزل خلية نباتية أعلى. تسمى الألياف الصبغية أيضًا الأنابيب الحركية.

من بين ما يسمى بالأنابيب الدقيقة المستمرة التي تشير إلى القطبين ، فكلها ليست طويلة بما يكفي للوصول إلى القطب ، قد يكون عدد قليل فقط من الأنابيب الدقيقة والشجيرات طويلة بحيث تمتد بين القطبين تسمى الأنابيب القطبية وتسمى المساند حرة الأنابيب (الشكل 5.9).

كشفت الدراسات في المختبر أن تجميع الأنابيب الدقيقة يتم التحكم فيه بواسطة القطبين وأيضًا بواسطة kinetochores. قد يكون التفاعل الجانبي بين الأنابيب الدقيقة للمغزل متورطًا أيضًا. عندما تدخل الخلية الطور الأولي ، تصبح الأنابيب الدقيقة السيتوبلازمية غير بلمرة ويتم استبدالها بالمغزل الانقسامي.

في الطور الاستباقي ، لا توجد سوى الأنابيب الدقيقة للمغزل في الطور مع الحركة - من الكروموسومات ، يصبح المغزل غير مبلمر وعند الطور النهائي ، يتم الاحتفاظ بالخلايا الوليدة في منتصف الجسم ، وتعاود الأنابيب الدقيقة السيتوبلازمية الظهور.

يبدو أن أيونات Ca ++ وبروتين الربط Ca ++ ، كالموديولين ، لهما دور تحكم في تجميع الأنابيب الدقيقة للمغزل وتفكيكها. الأنابيب الدقيقة لها قطبية مميزة مع نهاية سريعة النمو أو زائد ونمو بطيء أو نهاية سالبة (الشكل 5.10).


طور

الحدث الرئيسي لـ Anaphase هو انتقال الكروماتيدات الشقيقة إلى أقطاب متقابلة للخلايا ، بسبب عمل ألياف المغزل المتكثف. تبدأ الكروماتيدات بالفصل فقط عندما يكون الضغط كافياً لتقسيم السنترومير. في هذه المرحلة ، يصبح كل كروماتيد بشكل فعال كروموسوم. تشكل الكروماتيدات الشقيقة المتحركة شكل V أثناء تحركها عبر السيتوبلازم. هذا لأن السنتروميرات يتم سحبها بواسطة ألياف المغزل ، وتقود بقية الكروماتيد.

يرى Telophase إصلاح الغلاف النووي حول الكروموسومات في أقطاب متقابلة من الخلية


أوراق أسئلة دورة الخلية ونموذج تقسيم الخلية

1. أي من الخيارات التالية يعطي التسلسل الصحيح للأحداث أثناء الانقسام؟
A. التكثيف & # 8211 الغشاء النووي & # 8211 التفكيك العبور عبر الفصل - الطور النهائي
التكثيف & # 8211 تفكيك الغشاء النووي & # 8211 الترتيب عند قسم خط الاستواء & # 8211 الطور البعيد الفصل
ج- التكثيف & # 8211 العبور فوق النووي وتفكيك الغشاء # 8211 & # 8211 الطور البعيد الفصل
التكثيف & # 8211 الترتيب في قسم خط الاستواء & # 8211 الطور البعيد الفصل

2. مركب تعزيز الطور الطوري (APC) عبارة عن آلية لتحلل البروتين ضرورية للانقسام السليم للخلايا الحيوانية. إذا كان APC معيبًا في خلية بشرية ، فأي مما يلي يُتوقع حدوثه؟
A. لن تتكثف الكروموسومات
باء - الكروموسومات سوف تكون مجزأة
C. لن تفصل الكروموسومات
د- إعادة تركيب ذراع الكروموسومات سيحدث

3. أثناء نمو الخلية ، يحدث تخليق الحمض النووي في:
A. المرحلة G1
B. S- المرحلة
جيم م المرحلة
D. G2- المرحلة

4. عندما توقفت الخلية عن طريق شوكة تكرار الحمض النووي ، ما هي نقطة التفتيش التي يجب أن يتم تحفيزها في الغالب؟
أ. G2 / م
B. G1 / S.
كل من G2 / M و M
د. م

5. في الانقسام الاختزالي يبدأ العبور عند
أ. الزيجوتين
ب. ديبلوتين
C. Pachytene
D. ليبتوتين

6. أي مما يلي ليس سمة مميزة أثناء الانقسام في الخلايا الجسدية؟
A. حركة الكروموسوم
ب. سينابسيس
ألياف المغزل
D. اختفاء النوكليولو

7. أي من هذه ليست سمة رئيسية للانقسام الاختزالي؟
يتضمن الانقسام الاختزالي دورتين متتاليتين من الانقسام النووي والخلوي
B. الانقسام الاختزالي ينطوي على اقتران الكروموسومات المتجانسة
ج. تحدث دورتان من تكرار الحمض النووي أثناء الانقسام الاختزالي
D. هناك إعادة تركيب بين الكروموسومات المتجانسة المزدوجة

8. أي من المراحل التالية تتوافق مع الفترة الفاصلة بين الانقسام وبدء تكرار الحمض النووي؟
A. S. المرحلة
B. G المرحلة
جيم المرحلة G2
المرحلة M.

9. تلعب نقطة التفتيش في دورة الخلية دورًا مهمًا في-
أ. إصلاح تلف الحمض النووي
بدء موت الخلايا المبرمج
ج. تقييم تلف الحمض النووي
D. تمنع تلف الخلايا

10. رتب الأحداث التالية للانقسام الاختزالي بالتسلسل الصحيح-
(ط) العبور
(2) Synapsis
(3) إنهاء chiasmata
(4) اختفاء النواة

ألف (1) ، (2) ، (3) ، (4)
باء (2) ، (3) ، (4) ، (ط)
جيم (2) ، (1) ، (4) ، (3)
دال (2) ، (1) ، (3) ، (4)

11. أي مما يلي هو الخطأ بالنسبة للانقسام الاختزالي؟
A. يؤدي إلى تكوين كروماتيدات شقيقة
B. يحدث في خلية ثنائية الصبغيات
C. يحدث في خلية أحادية الصيغة الصبغية
D. يحدث عن طريق انقسام السنتروميرات وفصل الكروماتيدات الشقيقة

12. أي مما يلي لا يحدث في الطور البيني لانقسام الخلايا حقيقية النواة؟
أ. زيادة تخليق اعبي التنس المحترفين
ب. زيادة تخليق الدنا
جيم زيادة تخليق الحمض النووي الريبي
د- تقليص حجم الخلية

13. أي مما يلي أهمية الانقسام؟
A. يقتصر على الخلايا الفردية
إصلاح الخلية
جيم يزيد التباين الجيني
د- إعادة تركيب الكروموسومات

14. اكتشف العبارة الصحيحة-
أ خلال الانقسام ، تختفي الشبكة الإندوبلازمية والنواة تمامًا في الطور المبكر
يتم ترتيب الكروموسومات ب على طول خط الاستواء خلال مرحلة الانقسام الفتيلي
يتكون الكروموسوم جيم من كروماتيدات شقيقة في طور الانقسام الفتيلي
D. الهياكل الصغيرة على شكل قرص على سطح السنتروميرات التي تظهر خلال الطور الاستوائي هي حركات حركية

15. في دورة الخلية حقيقية النواة النموذجية ، تعد الفجوة 1 والتوليف والفجوة 2 هي المراحل الثلاث المدرجة في-
أ. الطور
ب. الطورية
جيم طور
D. البيني

16. مثال على ميتوجين هو
أ. سيتوكينين
B. الجلوكوز
C. الجلسرين
D. الفركتوز

17. يحدث العبور في مرحلة ________ من الانقسام الاختزالي.
A. zygotene
ب. ليبتوتين
C. pachytene
دبلوم

18. المرحلة بين اثنين من الانقسامات الانتصافية تسمى ________
أ. دياكينيسيس
B. Interkinesis
C. دبلوم
D. البيني

19. تبدأ الكروموسومات في الاقتران في أي مرحلة من الانقسام الاختزالي؟
A. ليبتوتين
ب. الزيجوتين
C. Pachytene
D. الدبلوتين

20. خلال الانقسام الاختزالي الأول ، يكون عدد الكروموسومات-
A. النصف
تضاعف ثلاث مرات
تضاعف
D. تضاعف أربع مرات

21. بعض الخلايا في الحيوانات البالغة لا تنقسم. يخرجون من G ، المرحلة ويدخلون في مرحلة غير نشطة تسمى
A. المرحلة G2
B. المرحلة G0
C. المرحلة S.
المرحلة M.

22. حدد التركيبة الصحيحة فيما يتعلق بالمرحلة الصاعدة ، الطور الأول ، الطور الثاني
Anaphase & # 8211 centromere splits، Anaphase I & # 8211 centromere splits، Anaphase II - انقسامات centromere
B. Anaphase & # 8211 كروماتيدات تتحرك إلى أقطاب متقابلة ، Anaphase I - كروموسومات متجانسة منفصلة ، Anaphase II & # 8211 centromere splits
طور الطور - مجموعة الكروموسومات في أقطاب متقابلة ، الطور الأول - فصل الكروموسومات المتجانسة ، الطور الثاني & # 8211 انشقاقات مركزية
D. Anaphase & # 8211 كروموسومات تتحرك إلى قطب واحد ، Anaphase I - كروموسومات متجانسة منفصلة ، Anaphase II & # 8211centromere انشقاقات.

23. التأكيد (أ) (أ): الأحداث في pachytene تلعب دورا رئيسيا في التغيرات التطورية في الكائنات الحية
السبب (ص): يحدث تبادل للمواد الجينية بين الكروماتيدات الشقيقة أو الكروموسومات المتجانسة
A. A و R صحيحان ، R هو التفسير الصحيح لـ A
ب. كلا من A و R صحيحان ، R ليس التفسير الصحيح لـ A
C. A صحيح ، R خطأ
D. A خطأ ، R صحيح.

24. ما هي أطول مرحلة في دورة الخلية؟
A. M- المرحلة
B. ليبتوتين
جيم الطور البيني
D. S- المرحلة

25. في أي مرحلة (مراحل) من دورة الخلية ، تظل الكمية أو الحمض النووي في الخلية عند مستوى 4 درجة مئوية إذا تم الإشارة إلى المقدار الأولي على أنه 2C؟
A. G1 و S.
B. G2 و M
جيم G0 و G1
D. فقط G2

26. في & # 8217S المرحلة من دورة الخلية
تتضاعف كمية الحمض النووي في كل خلية
تبقى كمية الحمض النووي في كل خلية كما هي
زيادة عدد الكروموسوم جيم
يتم تقليل كمية الحمض النووي للتوقف في كل خلية

27. إنزيم recombinase مطلوب في أي مرحلة من الانقسام الاختزالي؟
A. باتشيتين
ب. ديبلوتين
C. Zygotene
D. دياكينيسيس

28. حدد العبارة الصحيحة المتعلقة بالانقسام & # 8211
ج: يتم أولاً مضاعفة كمية الحمض النووي في الخلية الأم ثم توزيعها في أربع خلايا ابنة
ب. يتم أولاً خفض كمية الحمض النووي في الخلية الأم إلى النصف ثم توزيعها على أربع خلايا ابنة
تضاعف كمية الحمض النووي في الخلية الأم أولاً ثم توزع في خليتين ابنتيتين
يتم أولاً خفض كمية الحمض النووي في الخلية الأم إلى النصف ثم توزيعها في خليتين ابنتيتين

29. العبارة أ بالنسبة إلى شخصية معينة في الفرد ، تحصل كل مشيج على أليل واحد فقط.
العبارة ب: كروماتيدات انقسام كروموسوم (منفصلة) وتتحرك نحو أقطاب متقابلة أثناء طور الانقسام الفتيلي.
أ- العبارة "أ" صحيحة والعبارة "ب" خاطئة
كلتا العبارتين صحيحة و (ب) هو سبب (أ)
ج- العبارة "ب" صحيحة والعبارة "أ" خاطئة
كلتا العبارتين صحيحة و B ليس سبب A.

30. المركزية مكررة خلال-
A. المرحلة G2 من دورة الخلية
باء- المرحلة S من دورة الخلية
C. Prophase من دورة الخلية
D. G1 المرحلة من دورة الخلية

31. دورة الخلية تشمل التسلسل
A. S، G1، G2، M
B. S ، M ، G1 ، G2
C. G1، S، G2، M
د م ، ج 1 ، ج 2 ، س

32. ما هي ألياف المغزل التي تربط السنترومير بأقطاب كل منها تسمى-
أ. أشعة نجمي
ألياف الطور البيني
ج- ألياف الكروموسومات
د- الألياف بين الصبغيات

33. يسمى المركب المكون من زوج من الكروموسومات المتجانسة المتشابكة
A. ثنائية التكافؤ
لوحة استوائية
جيم Kinetocnore
D. axoneme

34. التأكيد: Meiosis ll مشابه للانقسام.
السبب: الانقسام الاختزالي الأول لا يمكن أن يحدث في الخلايا أحادية الصيغة الصبغية.
ج: إذا كان كلاهما صحيحًا والسبب هو التفسير الصحيح
ب- كلاهما صحيح ولكن السبب ليس التفسير الصحيح
ج- التأكيد صحيح ولكن السبب خاطئ
D. كلاهما خاطئ

35. أي من الأحداث التالية يحدث خلال مرحلة طور الانقسام الفتيلي
1. تعلق ألياف المغزل على Kinetochores من الكروموسومات
ثانيًا. تنقسم السنتروميرات وتفصل الكروماتيدات
ثالثا. تنتقل الكروماتيدات إلى أقطاب متقابلة
رابعا. النواة ، مجمع جولجي وإصلاح ER
A. الأول والثاني فقط
الثالث والرابع فقط
جيم الثاني والثالث فقط
D. L و IV فقط

36. خلال الانقسام الاختزالي الأول ، تبدأ الكروموسومات في الاقتران عند
أ. الزيجوتين
ب. ديبلوتين
C. Pachytene
D. ليبتوتين

37. أثناء مرحلة الطور الاستباقي للانقسام الفتيلي ، تلتصق ألياف المغزل بالكروموسومات في
أ. Kinetochore
B. كل من centromere و kinetochore
C. centromere و kinetochore والمناطق المجاورة لها
D. centromere

38. ثنائي التكافؤ من الانقسام الاختزالي الأول يتكون من
أ أربعة كروماتيدات واثنان من السنتروميرات
ب. اثنان كروماتيدات وسنترومير واحد
جيم اثنين من الكروماتيدات واثنين من المركزية
أربعة كروماتيدات وأربعة وحدات مركزية.

39. الجينات المتجانسة مفصولة عند
أ. طور
ب. ديبلوتين
C. Pachytene
طور الثاني

40. يبدو أن الكروموسوم الطوري الطوري مقسم طوليًا إلى جزأين متطابقين معروفين باسم
A. الكروموسومات الشقيقة
الأقمار الصناعية
جيم ابنة الكروموسومات
D. الكروماتيدات الشقيقة

41. من المتوقع أن يتم التخلص من البلمرة في الأنابيب الدقيقة مثل الكولشيسين
أ.تتضمن تشكيل حلقات مقلصة متعددة
ب. السماح بالانقسام الفتيلي بعد الطور الاستوائي
C. تمنع الحركية الخلوية
D. تمنع تكوين المغزل أثناء الانقسام

42. أي من العبارات التالية غير صحيح بخصوص مرحلة G0؟
يحدث الانقسام الخيطي بعد مرحلة G0
يمكن استخدام المحفزات الحيوية للخروج من مرحلة G0
C. يستمر حجم الخلية في الزيادة خلال هذه المرحلة
D. يحدث التمثيل الغذائي للخلايا بشكل مستمر في مرحلة G0

43. تحديد المرحلة الانتصافية التي تنفصل فيها الكروموسومات المتجانسة بينما تظل الكروماتيدات الشقيقة مرتبطة في مراكزها المركزية
ألف الطور الأول
ب. الطور
جيم الطور الأول
D. الطور

44. أثناء تكوين الأمشاج ، يشارك إنزيم recombinase أثناء-
الطور الأول-
الطور- II
جيم طور- II
D. الطور- أنا

45. ابحث عن الأزواج المتطابقة بشكل صحيح واختر الخيار الصحيح
A. Leptotene & # 8211 تصبح الكروموسومات غير مرئية
ب- الاقتران بالزيجوتين للكروموسومات المتجانسة
C. يحدث حل Pachytene-Dissolution للمجمع synaptonemal
D. تظهر الكروموسومات ثنائية التكافؤ ثنائية التكافؤ على شكل رباعي
E. Diakinesis & # 8211 إنهاء chiasmata يحدث
A. A و B صحيحان
B و D صحيحان
C. B و E صحيحان
D. B والعناية الصحيحة

46. ​​أي من الأحداث التالية ليست سمات مميزة للطور البعيد؟
أ. مادة الكروموسوم تتكثف لتكوين الكروموسومات الانقسامية المدمجة
B. Nucleolus ، مجمع Golgi وإصلاح ER
ج- الغلاف النووي يتجمع حول عناقيد الكروموسوم
D. تنقسم السنتروميرات وتفصل الكروماتيدات
تتجمع الكروموسومات على عكس أقطاب المغزل وهويتها كعناصر منفصلة
A. A و B و D فقط
باء وجيم فقط
C. A و D فقط
D. C و D و E فقط

47. يسمى التعبير المرئي عن الظاهرة الجينية للعبور-
أ. إعادة التركيب
B. التكثيف
جيم تشياسماتا
D. تصاعد

48. تصبح الكروموسومات مرئية بشكل تدريجي مع انضغاط الكروماتين خلال المرحلة الانتصافية
أ. دبلوم
ب. ليبتوتين
جيم الزيجوتين
D. pachytene

49. يمكن أن تتقدم خلية الخميرة خلال دورة الخلية في حوالي-
أ. 30 دقيقة
90 دقيقة
ج 60 دقيقة
120 دقيقة

50. في طرف جذر البصل خلال المرحلة الطورية من الانقسام ، سيكون عدد kinetochores
أ 4
ب 8
ج 32
د 16


نقاش

لقد حددنا الروابط الهيكلية بين KMTs الطورية ومناطق عند أو بالقرب من نهايات القطب القريبة من غير KMTs في مغازل من نوعين ، مما يشير إلى أن التفاعلات الميكانيكية داخل جسم المغزل قد تلعب دورًا مهمًا في الاستقرار الميكانيكي لهذه المغازل. في المغازل الصغيرة ذات الأعمدة جيدة التنظيم ، مثل تلك الموجودة في الخمائر ، تتصل فئات مختلفة من MTs مباشرة بالقطب ، مما يسمح للوحة القطبية بربط الإجراءات التضييقية والشاملة لمختلف MTs ، مما يساعد المغزل على توازن ميكانيكي مستقر. عندما تغيب الأعمدة ، كما هو الحال في النباتات العليا ، مثل الطحالب كلاميدوموناس، وبعض المغازل الانتصافية (Redemann وآخرون.، 2018) ، يجب إنشاء روابط ميكانيكية بين فئات الترجمة الآلية في أماكن أخرى ، ويمكن للجسور بين KMTs و mcMT القيام بهذه المهمة. حتى في المغازل المعقدة الموجودة في مغازل الثدييات ، حيث ترتبط بعض MTs ميكانيكيًا بالأقطاب ، قد تلعب الروابط الملحوظة بين KMTs و mcMTs دورًا مهمًا في استقرار المغزل الطوري.

الحلول الميكانيكية التي تستخدمها مغازل أكبر

EM للمقاطع التسلسلية مقطوعة من مغازل في هيمانثوس كشف السويداء عن ألياف K متطورة يمكن أن تشمل & gt 100 MTs / kinetochore (جنسن ، 1982). تحتوي هذه المغازل أيضًا على حزم كبيرة من non-KMTs تعمل بالتوازي تقريبًا مع محور المغزل ، مروراً بالكروموسومات خلال جميع مراحل الانقسام الفتيلي. خلال الطور الطوري والصعود ، هناك اختلاط واضح بين KMTs مع non-KMTs في المنطقة فقط في اتجاه قطبي من كل kinetochore ، مما يفتح إمكانية تفاعلات مهمة ميكانيكيًا بينهما ، على الرغم من عدم توفر أدلة هيكلية أو شكلي للوصلات بين فئات MT هذه. بالنظر إلى الوضع الذي نصفه في كلاميدوموناس، يبدو من المحتمل أن التفاعلات المماثلة توفر الدعم الميكانيكي اللازم لتحمل التوتر الموجه بالقطب في kinetochores في النباتات العليا وكذلك الطحالب (الشكل 4E).

المغازل في المتفجرات من أنواع معينة انيقة توفر تكملة للحالات المذكورة أعلاه. أعيد بناء مغازل الطور الفوقي الخاص بهم بالكامل بواسطة ET (Redemann وآخرون.، 2017). توضح هذه الدراسات ثلاثية الأبعاد أن معظم KMTs ليست طويلة بما يكفي للوصول إلى أعمدة المغزل التي تنتهي في شبكة من غير KMTs تنبثق من أعمدة المغزل ، مما يشير إلى أن الروابط الحاملة للقوة بالقطب غير مباشرة. علاوة على ذلك ، فإن جميع أجهزة KMT تقريبًا في مغزل الطور الطوري هذا قصيرة جدًا للوصول إلى خط استواء المغزل ، لذلك هناك القليل من الأدلة على mcMTs في الطور الطوري. يبدو أن هذه المغازل تفتقر إلى إطار من mcMTs لدعم التوتر في السنتروميرات ، على الرغم من أن مثل هذا الهيكل مرئي بواسطة الفحص المجهري الفلوري في الطور المبكر (Saunders) وآخرون.، 2007). هنا ، كما هو الحال في خلايا PtK ، تم العثور على حزم MT بين فصل الكروموسوم بطيء ، بدلاً من محرك ، استطالة طور الطور. يبدو أن Anaphase B قد تأثر بسحب القوى التي تعمل من خلال MTs نجمي ، والتي تربط كل قطب مغزل بدينين مرتبط بالقشرة (شواية وآخرون.، 2001). من المحتمل أيضًا أن تعمل القوى القشرية بقوة كافية أثناء الطور الاستوائي لدعم التوتر الذي يعمل على kinetochores ومن شأنه أن يسحب القطبين نحو خط استواء المغزل.

تشكلت المغازل في مقتطفات من Xenopus البيض هو مثال أكثر تطرفا لدعم التوتر المركزي من خلال الروابط غير المباشرة. يبلغ طول هذه المغازل 40-50 ميكرومتر وتحتوي على عشرات الآلاف من MTs القصيرة بالنسبة لطول المغزل (Brugués وآخرون.، 2012). خلال مرحلة ما قبل الطور ، تتشكل MTs في جوار الكروموسومات ، ثم تعيد توجيهها وتغيير موضعها لتشكيل المغزل (Karsenti and Vernos ، 2001). على الرغم من أنه لم يتم تحديد kinetochores بواسطة EM ، إلا أن هذه المغازل تحتوي على العديد من حزم MTs ، والتي من المحتمل أن يكون بعضها مرتبطًا بـ kinetochore (Tranfield وآخرون.، 2014 ويبر وآخرون.، 2014). أظهر الاستخدام الذكي للقطع بوساطة الليزر للمغزل MTs التي تم تمييزها بكميات صغيرة من التوبولين الثديي الفلوري ، متبوعًا بدراسة مفصلة للاعتماد على المكان والزمان لإعادة التوزيع الفلوري ، أن هذه المغازل تتشكل بواسطة مجموعات من MTs التي تشير إلى اتجاهين متعاكسين. يختلف متوسط ​​أطوال MT من 3 ميكرومتر بالقرب من القطبين إلى 13 ميكرومتر بعيدًا عن القطب (Brugués وآخرون.، 2012). يُظهر التصور المعتمد على الوقت للبقع المستحثة في هذه المغازل عن طريق وضع العلامات المتناثرة للـ MTs مع التيوبولين الفلوري أن البوليمرات في تدفق بطيء ولكن مستمر نحو أحد قطب المغزل أو الآخر (ميتشيسون) وآخرون.، 2004) ، صنع حزام ناقل ثنائي الاتجاه. لا توجد هياكل محددة جيدًا يمكن أن تكون بمثابة أعمدة مغزل ، لذا فإن دعم توتر الحركية يأتي من قصيرة نسبيًا غير KMTs مرتبطة معًا لتشكيل الإطار الضروري.

لماذا الاتصالات المباشرة بين kinetochores والأقطاب قليلة أو غائبة في المغازل الكبيرة؟

يبدو تصميم المغازل الصغيرة كفؤًا وفعالًا لتشكيل طور ثابت ميكانيكيًا. لماذا لم يتم استخدام هذا التصميم في المغازل الأكبر الموصوفة هنا؟ الاتصال القطبي المباشر مستحيل بالطبع في الخلايا التي لا تحتوي على قطب منظم ، لذلك تصبح الروابط بين MTs ضرورية. تمتلك مغازل الثدييات أعمدة منظمة ، ولكن العديد من MTs المغزل ، سواء من KMTs أو non-KMT ، تنتهي قبل الوصول إلى القطبين. في المغازل الأكبر حجمًا ، تعد MTs طويلة بما يكفي لتمتد من القطب إلى kinetochore ، أو ما بعده إلى المستوى الأوسط للمغزل ، نادرة جدًا ، مما يحدد الحاجة إلى اتصالات بوساطة الجسر لإنشاء بنية طورية مستقرة.

يمكن أن تكون MTs في الأنظمة غير المغزلية طويلة بشكل تعسفي تقريبًا ، ربما كنتيجة للبروتينات الصحيحة المرتبطة بالـ MT. على سبيل المثال ، MTs السوطية في الحيوانات المنوية من ذبابة الفاكهة بيفوركا تمديد ≥5 مم (Pitnick وآخرون.، 1995). لماذا ، إذن ، لا تحتفظ المغازل الكبيرة بالتصميم الفعال للمغازل الصغيرة ولكن بدلاً من ذلك تلجأ إلى اقتران MTs القصيرة لإنشاء إطار يمكن أن يدعم توتر الحركة الحركية؟ قد يكون أحد العوامل هو أن MTs المغزل ديناميكية بالضرورة. تتشكل بمناسبة الانقسام ولكنها تختفي قبل الطور البيني التالي. علاوة على ذلك ، يعد عدم الاستقرار الديناميكي مهمًا لاحتمال أن تواجه MTs حمولة مناسبة ، على سبيل المثال ، kinetochore (Kirschner and Mitchison، 1986 Magidson وآخرون.، 2011) أو mcMT من القطب المقابل. تُظهر MTs Labile التي تعرض عدم استقرار ديناميكي توزيعًا للأطوال موصوفة جيدًا بواسطة دالة أسية سالبة (Verde وآخرون.، 1992 ريدمان وآخرون.، 2017) ، لذا فإن معظم MTs عددًا تكون قصيرة. قد يتفاقم هذا الموقف بسبب إنزيمات فصل MT التي تقطع مكونات المغزل في بعض الأنظمة ، مما يجعل متوسط ​​طول MT أقصر (Srayko وآخرون.، 2006). للحصول على عدد كبير من MTs الديناميكية الطويلة ، يجب على المرء أن يصنع عددًا كبيرًا جدًا من MTs القصيرة. عندما تكون المسافة من قطب واحد إلى الجانب البعيد من المستوى الأوسط للمغزل كبيرة ، فإن MTs التي يتم تشغيلها من القطب طويلة بما يكفي لعبور المستوى الأوسط للمغزل تكون باهظة الثمن ، نظرًا لأن التوبولين اللازم لتشكيل العديد من خصائص MT القصيرة المميزة للتوزيع الأسي للأطوال. وهكذا ، حتى في مغازل الثدييات ، التي تكون نصف مغزلها عادة 5 ميكرومتر ، فقط عدد قليل جدًا من MTs التي تم إطلاقها من القطب تمتد بعيدًا بما يكفي لعبور المستوى المتوسط. لبناء هيكل قوي بين القطبين في مغزل كبير ، يمكن أن يعمل مجمع augmin لبدء MTs على طول الطريق من القطب إلى المستوى المتوسط ​​(كاماساكي وآخرون.، 2013). يمكن للعديد من المترجمات الناتجة أن تتفاعل مع نظيراتها من الجانب الآخر من المغزل ، ومع ذلك لا يحتاج أي منها إلى أن يكون طويلاً للغاية. في الواقع ، عندما يتم تقليل مستويات augmin بواسطة RNAi ، فإن بنية ووظيفة مغزل الثدييات تتعرض لخطر خطير (كاماساكي وآخرون., 2013).

تتمتع MTs التي بدأها Augmin بميزة إضافية تتمثل في أنها تحدث عادةً على طول جدران MTs الموجودة (Kamasaki وآخرون.، 2013). قد يمنحهم هذا السلوك القدرة على تكوين حزم mcMT مهمة وظيفيًا ، مثل تلك الموصوفة هنا ومن قبل مختبر Tolic´. Indeed, some of the links between KMTs and the ends of non-KMTs described here may be the augmin complex bound to a KMT wall. The same logic could apply in any big spindle, although current evidence from genome sequences has not identified augmin-like molecules in nematodes. Other molecules, like Tangled1 from plants, are known to promote MT-MT binding, particularly the association of an MT end with an MT wall (Martinez وآخرون., 2019), similar to the connections seen here. There are probably additional molecular players with similar properties that are yet to be identified. Whatever the molecular mechanisms, it seems that when cells need a large and labile spindle, they abandon the strategy that works in small spindles and make mechanically equivalent structures from shorter MTs, connected to make a framework that can support kinetochore tension.


Meiosis

The process that produces haploid gametes is meiosis. Meiosis is a type of cell division in which the number of chromosomes is reduced by half. It occurs only in certain special cells of the organisms. During meiosis, homologous chromosomes separate, and أحادي العدد cells form that have only one chromosome from each pair. Two cell divisions occur during meiosis, and a total of four haploid cells are produced. The two cell divisions are called meiosis I and meiosis II. The overall process of meiosis is summarized in شكل أدناه. You can watch an animation of meiosis at this link: http://www.youtube.com/watch?v=D1_-mQS_FZ0.

Overview of Meiosis. During meiosis, homologous chromosomes separate and go to different daughter cells. This diagram shows just the nuclei of the cells. Notice the exchange of genetic material that occurs prior to the first cell division.

مراحل الانقسام الاختزالي

Meiosis I begins after DNA replicates during interphase of the cell cycle. In both meiosis I and meiosis II, cells go through the same four phases as mitosis - prophase, metaphase, anaphase and telophase. However, there are important differences between meiosis I and mitosis. The flowchart in شكل below shows what happens in both meiosis I and II.

Phases of Meiosis. This flowchart of meiosis shows meiosis I in greater detail than meiosis II. Meiosis I&mdashbut not meiosis II&mdashdiffers somewhat from mitosis. Compare meiosis I in this flowchart with the earlier figure featuring mitosis. How does meiosis I differ from mitosis?

Compare meiosis I in this flowchart with the figure from the الانقسام الخلوي والانقسام الخلوي concept. How does meiosis I differ from mitosis? Notice at the beginning of meiosis (prophase I), homologous chromosomes exchange segments of DNA. هذا هو المعروف باسم تقفز فوق. أو تجاوزت, and is unique to this phase of meiosis.


7. Dissecting the Chromosome-Based Signal for Spindle Assembly

7.1. Ran-GTP

30 micrometers apart. Subsequent studies employed different sensors and fluorescence lifetime imaging (FLIM) rather than the measurement of donor/acceptor signal ratios alone, which can be sensitive to fluorophore concentration and bleed-through of fluorescence signal [146,147]. These measurements were consistent with a chromosome-centered Ran-GTP-dependent signal, which can release spindle assembly factors from importin-β, covering distances that extend all the way across the spindle [146,147]. A possible explanation for how this gradient could induce asymmetry in microtubule aster organization came from modeling and experimental data that indicate that the Ran-gradient may be combined with the activities of a Ran-regulated kinase (CDK11) and phosphatases [148]. FRET-based sensors also revealed the presence of a Ran-GTP gradient in somatic cells. This spatial gradient was much steeper, and extended across a shorter distance (3–4 μm) compared to what was detected in spindles assembled in Xenopus egg extracts [147]. A more recent study reported an even more localized spatial gradient, extending only

2 μm in dividing somatic cells [149].

7.2 Chromosomal Passenger Complex (CPC)

3 min) disrupted bipolar spindles assembled in egg extracts, reducing microtubule density and overall spindle size. In egg extracts depleted of Op18, the formation of microtubules around chromatinized DNA-beads was accelerated. Other studies suggest that phosphorylation reduces Op18’s binding to tubulin [153]. Together, these data are consistent with phosphorylation suppressing Op18’s inhibitory effect on microtubule formation, and support a model in which chromosomes control the activity of microtubule assembly factors.

7.3. Interplay between Ran-GTP and the CPC


المواد والأساليب

Spermatocyte Culture

Larvae in the fourth instar were selected from a laboratory colony. Testes were isolated in tricine insect buffer (Begg and Ellis, 1979) and submerged under a droplet of Voltalef 10s oil (Ugine Kuhlmann, Paris, France) on a coverslip, where spermatocytes released upon rupturing of the testicular sheath were smeared as a monolayer at the oil-coverslip interface. A ring of Vaseline placed around the oil droplet and four drops of VALAP (a molten mixture of one part each of Vaseline, lanolin, and paraffin) placed at the corners of the coverslip served as spacers upon mounting the coverslip on a glass microscope slide. Spermatocytes survived in such oil preparations for a few hours, sufficient for observation of both meiotic divisions in an individual living spermatocyte.

Cold Treatments That Induced Chromosome Malorientation

For cold treatments to induce chromosome malorientation, selected larvae were transferred from the moist tissue paper mulch that serves as their culture medium in the lab to fresh mulch contained in a 90 × 50-mm crystallizing dish, which was subsequently put on ice in a refrigerator for the duration of cold exposure, typically 24–36 h. Those conditions maintained the temperature of the mulch, and the larvae, at 0–1°C. For microscopy during cold recovery, larvae were removed from the cold, transferred to fresh mulch at room temperature (∼24°C), and then after ∼10 min of recovery, testes were isolated and oil preps were made as with control, untreated material. Typically, 20–30 min of recovery time were spent on specimen preparation before cold-recovering cells were actually located and imaged with the polarizing microscope. This sacrifice of recovery time in specimen preparation was necessitated by the room temperature environment of the microscope. As a consequence of using this approach of preparing cells for observation after recovery onset, complete historical records of the induction of malorientation, which were obtained in earlier studies (Janicke and LaFountain, 1986), were not obtained here.

Polarization Microscopy

Images of birefringent spindle fibers were obtained with a polarizing microscope that was equipped with a liquid crystal universal compensator (LC-PolScope, Cambridge Research and Instrumentation, Woburn, MA) and was operated as described by Oldenbourg and Mei (1995) and by Oldenbourg وآخرون. (1998). The optical set-up included a 60×/1.4 NA plan apochromat oil immersion objective and apochromat oil immersion condenser. Images were stored as TIFF files and imported into NIH image for analysis (NIH image is public-domain software for image analysis available online from NIH Image http://rsb.info.nih.gov). For the present study, we made extensive use of a stepper motor to make ض-focus series images of cells, in which important data regarding their numerous spindle fibers were in different focal planes. اثنين ض-focus series (cells 6 and 14) were made with steps of 0.5-μm stage traverse, but all subsequent trials were made with steps of 0.3 μm in order to maintain high spatial resolution.

The metaphase positions of bivalents in LC-PolScope images were visualized by image overlays. In each plane of a ض-focus series, the image of the bivalent in that plane was overlaid by solid paint. The maloriented bivalent was identified using a different pixel value than the properly oriented bivalents in the same cell. In addition, the positions of kinetochores and basal bodies of the polar flagella were also identified in their respective focal planes and overlaid with a small dot of a different pixel value. Pixel values of the rest of the image were set to zero. Then, a stack of overlays was created for only the structures of interest (i.e., bivalents, kinetochores and basal bodies). Each stack was projected into a single plane using a maximum pixel value algorithm. Projections were merged to produce a final projection of the positions of all structures of interest relative to one another. The spindle equator was included as the midline between basal bodies. Maloriented and properly oriented bivalents appear in the projections with different gray values (see نتائج).

For the quantitative analysis of birefringence retardation (also called retardance), we measured the magnitude of retardance within selected areas of images of individual kinetochore fibers. With our system, unlike with traditional polarized light microscopes, the gray scale (brightness) level is directly proportional to the retardance within the area of interest of a polarized light image. Furthermore, the LC-PolScope measures the retardance independent of the orientation of the birefringence axis in the selected area. For the purpose of comparing retardance values of different microtubule bundles, we used an algorithm that computed “retardance area” within the domain of each kinetochore fiber that was selected. As shown by Oldenbourg وآخرون. (l998), the retardance area is directly proportional to the number of microtubules in a fiber, with each microtubule contributing ∼7.5 nm 2 to the retardance area of a fiber. In addition, the measured retardance area is independent of the exact focus position, as long as the fiber boundaries can be discerned. The fiber boundary is best discerned when the focal plane extends through the center of the fiber. In that focus position, the fiber boundary is distinct and retardance contributed by out of focus parts of the kinetochore fiber is inside the boundary, assuming an approximate cylindrical shape of the fiber.

For measuring the retardance area of a kinetochore fiber, we made a line scan perpendicular to the axis of the fiber being analyzed at a distance of ∼0.5 μm from its associated kinetochore. The line had the shape of an elongated rectangle 4 pixels wide by 3–4 μm long. The line scan included the retardance measured across the fiber and surrounding background. The following regimen was used for determining the boundary limits of a birefringent fiber: 1) the image to be analyzed was rotated to put the long axis of the to-beanalyzed fiber parallel to the ص-axis, and 2) the X-Y pixel coordinates of the fiber's left and right boundaries along the line scan were determined. Using that information, the algorithm then computed the retardance area of the birefringent fiber.

The retardance area is defined as the integral (or area) under the curve of measured retardance in the line scan. Hence, the retardance area has the unit: length square (L 2 ), because both retardance and the width of the fiber under analysis have linear units of measurement. The retardance area of a kinetochore fiber was measured as the difference of the fiber retardance and the background retardance (see نتائج). The differential value of retardance area, then, provides an estimate of the number of microtubules within a fiber over background, and thus, it provides the desired measure for making comparisons among different fibers within the same cell.

The uncertainty in measuring the differential retardance area is largely determined by the uncertainty in estimating the background retardance. The background retardance originates from the birefringence of other spindle microtubules that have the same average orientation as the kinetochore fibers and are located in ض-sections either above or below the fiber. For estimating the background that contributes to the retardance measured in the image of a kinetochore fiber we measured the spindle retardance on either side of the fiber and linearly interpolated between the two values (see Figures 2 and 3). For estimating the uncertainty in this background subtraction procedure we considered the typical variation of spindle retardance over a distance equivalent to the fiber thickness. We estimate the typical variation of the spindle retardance beyond the linear interpolation to be around ±0.02 nm over a distance of 2 μm, leading to an uncertainty in the retardance area of 0.02 × 2000 = 40 nm 2 , which equals nearly 6 microtubules. Hence, we estimate the uncertainty in determining the number of microtubules in a given kinetochore fiber to be about ±6 microtubules. This uncertainty should increase for fibers that are thicker than 2 μm and decrease if they are thinner. On the basis of this uncertainty we also estimate that the thinnest fiber that can reliably be identified should contain around 10 microtubules.

الشكل 2. Birefringent kinetochore fibers in a control (untreated) spermatocyte (cell 29) imaged with the LC-PolScope. (A and B) Two sections from a series of optical sections made through the cell at focus steps of 0.26 μm (0.3 μm of stage travel). Lower right: slice number/total slices in the focus series. In viewing these polarized light images, brightness represents the magnitude of birefringence retardation (black = 0 nm and white = 2.5 nm retardance), irrespective of the orientation of the brifringence axis. بار ، 5 ميكرومتر. (C) A duplicate image of B, including the line from which retardance area data were obtained. The shaded area in the plot is the retardance area (461 nm 2 ) of the fiber, which was evaluated for the number of kinetochore microtubules (62). (D) The metaphase positions of the three bivalent chromosomes in this cell upon projection of all images within the ض-focus series to make a 2-D profile. Two dots indicate the positions of the flagellar basal bodies within the centrosomes at the two spindle poles. The numbers on each kinetochore fiber indicate the number of kinetochore microtubules in that fiber, based on retardance area analysis. Estimated inclination angles of kinetochore fibers ranged between 3 and 10° and were used to correct retardance values (see المواد والأساليب).

الشكل 3. Birefringent kinetochore fibers of a bivalent exhibiting amphisyntelic orientation during cold recovery. Cold treatment: 29 h at 0.2°C. (A–D) Four slices from the ض-series made through cell 47 at focus steps of 0.26 μm. Time elapsed after onset of cold recovery: 61 min. (A–C) Bivalent 2 is on the left bivalent 3 is on the right. Bivalent 3 is maloriented. (D) Bivalent 1 is on the left one of the sex univalents is on the right. Lower right: slice number/total slices in the ض-سلسلة. بار ، 5 ميكرومتر. (A) White arrowhead locates one of the amphitelic kinetochores of bivalent 3 and its kinetochore fiber extends to the upper pole. (B) White arrowhead is positioned at the same X,Y pixel coordinates as in A black arrowhead locates the other amphitelic sister kinetochore and its kinetochore fiber extends to the lower pole. (C) White and black arrowheads are positioned at the same X,Y coordinates as in A and B, respectively. In focus above the white arrowhead are the two syntelic sister kinetochores of the partner homologue and its kinetochore fiber extends to the upper pole. (D) White arrowheads locate the positions of the two basal bodies at the two spindle poles of cell 47. (AA) A duplicate image of A including the line from which retardance area data were obtained. The shaded area in the plot is the retardance area of the selected fiber. The inclination angle of the fiber was estimated to be 11° and retardance data were corrected accordingly. (BB) A duplicate of B with the plot of retardance area data obtained from it (inclination angle 13°). (CC) A duplicate of C with the plot of retardance area data obtained from it (inclination angle 17°). DIC: cell 47 during anaphase imaged with differential interference contrast microscopy showing the anaphase laggard that derived from the amphitelically oriented homolgue depicted in A and B. Time elapsed after initiation of cold recovery: 86 min.

The conversion factor that we used (i.e., 7.5 nm 2 per microtubule) was obtained by Oldenbourg وآخرون. (l998) using in vitro preparations of microtubules containing negligible microtubule-associated proteins and other solutes in the surrounding medium. Inside a living cell, however, the surrounding medium contains many proteins, which tend to increase the refractive index of the cytoplasm (based on our own interferometric measurements, the average refractive index of the cytoplasm varies around 1.36). Also, spindle microtubules are known to have other proteins associated with them, leading to a higher mass per unit length of a kinetochore fiber microtubule compared with a microtubule prepared from purified tubulin. Although the higher medium refractive index decreases the effective retardance area of a kinetochore fiber microtubule, its higher mass per unit length increases its effective retardance area. Hence, the two effects might cancel each other, and the effective retardance area of a kinetochore fiber microtubule might be close to the one measured in vitro. Nevertheless, the value of 7.5 nm 2 used in this study might lead to absolute numbers of microtubules per kinetochore fiber that are somewhat higher or lower than the actual values. However, a change in the effective retardance area per microtubule would affect all measurements equally and in no way changes the disparities listed and conclusions drawn from our measurements.

In all cells analyzed, the spindle was oriented nearly parallel to the focal plane. Nevertheless, the inclination of the spindle axis and especially of the kinetochore fibers has a systematic effect on the retardance measurements. The retardance measured in a given fiber decreases with increasing inclination angle. To correct for this effect, we estimated the inclination angle by first measuring the X-Y-Z coordinates of individual kinetochores and of the polar basal bodies at the poles to which kinetochore fibers were directed. The coordinate values were gleaned from ض-focus series and then imported into a spread sheet program for computing the inclination angles, based on calibration of pixels and ض-focus steps (see below). Inclination angle of the spindle axis was measured as the angle between the س ص plane and the line between the two basal bodies. Inclination angles of kinetochore fibers were estimated by calculating the angle between the س ص plane and the line connecting the basal body and kinetochore locations. The average inclination angle of all spindle axes was 3° (range 0–10°) the average inclination angle of all kinetochore fibers was 8° (range 0–19°).

Inclination angles of individual kinetochore fibers were used to correct the retardance value of the fibers. The measured retardance value was multiplied by the factor 1/cos 2 (α), where α is the inclination angle (see Born and Wolf, 1980).

For our statistical analysis of kinetochore fiber microtubules reported in Tables 1 and 2, we used the common expressions for the average and standard deviation (StdDev) of measured numbers of microtubules. The percent disparity of kinetochore fiber microtubules that attach the same bivalent to opposite poles was calculated using the same expressions for the StdDev and average. For a given bivalent that is attached to one pole by ن1 microtubules and to the other pole by ن2 microtubules, the percent disparity is calculated as the ratio of the StdDev و ال متوسط:

الجدول 1. Summary of retardance area analysis on birefringent kinetochore fibers in control (untreated) spermatocytes.


شاهد الفيديو: الانقسام الخلوي المتساوي (شهر فبراير 2023).