معلومة

كم عدد الجينات التي يمتلكها D. melanogaster؟

كم عدد الجينات التي يمتلكها D. melanogaster؟


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

من الواضح أنه لا يوجد رقم دقيق بنسبة 100٪ ، لكنني صادفت هذا في flybase ، المعيار الذهبي للتعليقات التوضيحية. أنا حائرة الآن. "الجينات الموجودة في الجينوم" ، هل هذا ما أبحث عنه؟ إذا كان الأمر كذلك ، فماذا تعني عبارة "الجينات غير الموجودة في الجينوم"؟


تعديل

المراسلات الشخصية للممثل في FlyBase.org

في FlyBase ، قمنا بجمع معلومات حول الجينات والأنماط الظاهرية لأكثر من 20 عامًا بما في ذلك المعلومات من الأوراق والموارد الأقدم من ذلك. نقوم بتوضيح نماذج الجينات على مجموعة جينوم ذبابة الفاكهة السوداء وعندما يكون ذلك ممكنًا ، نربط هذه التعليقات التوضيحية بمعلومات أخرى (مثل النمط الظاهري والوظيفة وما إلى ذلك) المعروفة عن الجين. ومع ذلك ، في بعض الحالات ، خاصةً بالنسبة للجينات والأنماط الظاهرية التي تم وصفها في الأدبيات القديمة قبل تسلسل الجينوم ، لا يزال لدينا بعض المعلومات حول تلك الجينات ولكننا لم نتمكن من ربط هذه المعلومات بتعليق الجينوم. هذه هي ما نسميه الجينات غير الموضعية (أي تلك التي ليس لها تعليق توضيحي على الجينوم).


ذبابة الفاكهة سوداء البطن كنظام نموذجي لدراسة بيولوجيا الميتوكوندريا

تلعب الميتوكوندريا دورًا أساسيًا في التوازن الخلوي. على الرغم من أن معرفتنا بالميتوكوندريا قد زادت بشكل كبير في العقود القليلة الماضية ، إلا أن الآليات المشاركة في التحكم في التكوين الحيوي للميتوكوندريا لا تزال غير معروفة إلى حد كبير. علم الوراثة القوية ذبابة الفاكهة جنبًا إلى جنب مع ثروة من تقنيات البيولوجيا الخلوية والجزيئية المتاحة ، مما يجعل هذا الكائن الحي نظامًا ممتازًا لدراسة الميتوكوندريا. في هذا الفصل سوف نستعرض بإيجاز الفرص التي ذبابة الفاكهة يقدم كنظام نموذجي ويصف بالتفصيل كيفية تنقية الميتوكوندريا من ذبابة الفاكهة ولإجراء تحليل التعبير الجيني التنموي باستخدام فى الموقع تهجين.


تنسيقات مدير الاقتباس

بقلم مارك دي آدامز ، سوزان إي سيلنكر ، روبرت إيه هولت ، شيريل إيه إيفانز ، جينين دي جوكاين ، بيتر جي. ، ريد أ.جورج ، سوزانا إي لويس ، ستيفن ريتشاردز ، مايكل أشبورنر ، سكوت إن هندرسون ، جرانجر جي.ساتون ، جينيفر آر وورتمان ، مارك دي يانديل ، كينج زانج ، لين إكس تشين ، روندا سي براندون ، يو-هوي سي روجرز ، روبرت ج. . Abril، Anna Agbayani، Hui-Jin An، Cynthia Andrews-Pfannkoch، Danita Baldwin، Richard M. Ballew، Anand Basu، James Baxendale، Leyla Bayraktaroglu، Ellen M. Beasley، Karen Y.Beson، PV Benos، Benjamin P. Berman ، ديبالي بهانداري ، سلافا بولشاكوف ، دانا بوركوفا ، مايكل ر.بوتشان ، جون بوك ، بيتر بروكشتاين ، فيليب بروتييه ، كينيث سي بورتيس ، دانا أ.بوسام ، هيذر بتلر ، إدوارد كاد ieu، Angela Center، Ishwar Chandra، J. Michael Cherry، Simon Cawley، Carl Dahlke، Lionel B. Davenport، Peter Davies، Beatriz de Pablos، Arthur Delcher، Zuoming Deng، Anne Deslattes Mays، Ian Dew، Suzanne M. Dietz، Kristina دودسون ، ليزا إي.دوب ، مايكل داونز ، شانون دوجان روشا ، بوريس سي دونكوف ، باتريك دن ، كينيث جيه دوربين ، كارلوس سي إفانجيليستا ، كونسيبسيون فيراز ، ستيفن فيريرا ، فولفجانج فليشمان ، كارل فوسلر ، أندريه إي جابريليان ، نيها إس جارج ، ويليام إم جيلبارت ، كين جلاسر ، آنا جلودك ، فانجشينج جونج ، جيه هارلي جوريل ، زيبينج جو ، بينج جوان ، مايكل هاريس ، نومي إل هاريس ، دامون هارفي ، توماس جيه هايمان ، جوديث آر هيرنانديز ، جاريت هوك ، دامون هوستن ، كاثرين إيه هيوستن ، تيموثي ج.هولاند ، مينج هوي وي ، تشينيري إبيجوام ، مينا جلالي ، فرانسيس كالوش ، غاري إتش كاربين ، زاوكسي كي ، جيمس أ.كينيسون ، كارين أ. كيتشوم ، بروس E. Kimmel، Chinnappa D. Kodira، Cheryl Kraft، Saul Kravitz، David Kulp، Zhongwu Lai، Paul L Asko، Yiding Lei، Alexander A. Levitsky، Jiayin Li، Zhenya Li، Yong Liang، Xiaoying Lin، Xiangjun Liu، Bettina Mattei، Tina C. McIntosh، Michael P. McLeod، Duncan McPherson، Gennady Merkulov، Natalia V. Milshina، Clark Mobarry، Joe Morris، Ali Moshrefi، Stephen M. Mount، Mee Moy، Brian Murphy، Lee Murphy، Donna M. Muzny، David L. Nelson، David R. Nelson، Keith A. Nelson، Katherine Nixon، Deborah R. Nusskern، جوان إم باكليب ، مايكل بالازولو ، جانج إس بيتمان ، سو بان ، جون بولارد ، فينيتا بوري ، مارتن جي ريس ، كنوت رينرت ، كارين ريمنجتون ، روبرت دي سي سوندرز ، فريدريك شيلر ، هوا شين ، بيكسيانج كريستوفر شو ، إنجا سيدن- كياموس ، مايكل سيمبسون ، ماريان ب. سكوبسكي ، توم سميث ، يوجين سبير ، ألان سي سبرادلينج ، مارك ستابلتون ، رينيه سترونج ، إريك صن ، روبرت سفيرسكاس ، سيندي تكتور ، راسل تورنر ، إيلي فينتر ، أيهوي إتش وانج ، شين وانج ، جين يوان وانج ، وديفيد إيه واسارمان ، وجورج إم وينستوك ، وجين ويسنباخ ، وشريتا إم. ويليامز ، تريفور ووداج ، كيم سي وورلي ، ديفيد وو ، سونغ يانغ ، كيو أليسون ياو ، جين يي ، رو-فانغ يه ، جايشري إس.زافيري ، مينج زان ، جوانجرين زانج ، كي تشاو ، ليانشينج زينج ، شيانغكون إتش زينج ، Fei N. Zhong ، Wenyan Zhong ، Xiaojun Zhou ، Shiaoping Zhu ، Xiaohong Zhu ، Hamilton O. Smith ، Richard A. Gibbs ، Eugene W. Myers ، Gerald M. Rubin ، J. Craig Venter


نتائج

يشير تلطيخ الفلورسنت المناعي إلى أن D. virilis الكروموسوم النقطي متماثل اللون إلى حد كبير ، على عكس متغاير اللون D. melanogasterكروموسوم نقطي

الكروموسوم النقطي لـ D. melanogaster غير متجانس إلى حد كبير ، مع بعض المجالات المتناثرة من euchromatin [24]. تلطيخ مناعي D. melanogaster تظهر الكروموسومات متعددة الخطوط التي تستخدم الجسم المضاد HP1 نمطًا شريطيًا على الكروموسوم النقطي. العديد من الأنواع في ذبابة الفاكهة جنس وثيق الصلة D. melanogaster حصة هذا النمط تلطيخ ، بما في ذلك D. simulans, د. ياكوبا، و D. pseudoobscura (البيانات غير ظاهرة). في D. melanogaster، تلطيخ مع جسم مضاد ضد هيستون H3 ميثليته في ليسين 9 (مضاد H3K9me) يتزامن مع تلطيخ HP1 ، عند مستوى أقل بقليل مما هو مذكور في الهيتروكروماتين حول المركز [21] (الشكل 1 أ). في المقابل ، فإن الكروموسوم النقطي لـ D. virilis لا تلطخ بمضاد HP1 أو مضاد H3K9me (الشكل 1 ب) ، مما يدعم الاستدلال على أن الجزء النطاقات من الكروموسوم النقطي D. virilis بشكل عام متماثل اللون.

تحديد fosmids من الكروموسوم النقطي لـ D. virilis

كروموسومات D. virilis تميل إلى تعيين الأجزاء المقابلة من كروموسومات D. melanogaster [39]. قارنا التسلسل الجيني المنشور مؤخرًا لـ D. pseudoobscura [37 ، 40] مع D. melanogaster جينات الكروموسوم النقطية للبحث عن مناطق ذات تشابه تسلسلي كافٍ لتعمل كمجسات تهجين محفوظة. تم تمييز المجسات المرغوبة (انظر المواد والطرق) إشعاعيًا واستخدامها لفحص أ D. virilis مكتبة الجينوم (BDVIF01 fosmids ، سلالة Tucson 15010-1001.10 ، متوفرة على مرشح واحد) بصرامة منخفضة. تم التحقق من المستنسخات الإيجابية وتميزت بـ فى الموقع التهجين للكروموسومات متعددة السلاسل من الغدد اللعابية اليرقية في المرحلة الثالثة من D. virilis. تظهر نتائج العينات في الشكل 2. وقد تم استرداد أحد عشر فوسميدًا باستخدام التماثل مع الكروموسوم النقطي لـ D. virilis، وسبعة فوسميدات تم استعادتها مع التشابه مع أذرع الكروموسوم الرئيسية. على أساس فى الموقع نتائج التهجين ، ترتيب استنساخ الفوسميد على الكروموسوم النقطي هو كما يلي: تظهر contigs 30 و 103 و 106 متكتلة بالقرب من centromere contigs 67 و 72 و 91 في منتصف الكروموسوم وتهجين contigs 50 و 113 بالقرب من التيلومير. هناك أيضًا إشارة ثانوية مع مسبار contig 30 بالقرب من التيلومير ، وقد يكون هذا نتيجة لعنصر متكرر موجود في مناطق متعددة في الكروموسوم.

فى الموقع تهجين fosmids ل D. virilis الكروموسومات متعددة الخطوط. تم تصنيف واستخدام Fosmid DNA فى الموقع التهجين على الكروموسومات متعددة الخطوط من D. virilis. يتم عرض ثلاثة أمثلة (من اليسار إلى اليمين: contigs 106 ، 72 ، 113) توضح التهجين لنطاق محدد على كروموسوم النقطة (رأس السهم). في بعض الحالات ، ترتبط الإشارة بالمركز اللوني ، ويفترض أن ذلك يرجع إلى التسلسلات المتكررة المشتركة مع النطاق الموجود على النقطة. فى الموقع تم إجراء التهجين باستخدام فوسميد واحد على الأقل من كل كونتيج من الكروموسوم النقطي بنتائج مماثلة (البيانات غير معروضة). انظر الجدول 1 لمواقع الكروموسوم من fosmids الأخرى.

تسلسل فوسميد والشرح

تم ترتيب 18 fosmids التي تم استردادها من الشاشة بالتعاون مع مركز تسلسل الجينوم في كلية الطب بجامعة واشنطن. تم تحضير مكتبات استنساخ البلازميد الفرعية وتم إنهاء تسلسل ما يقرب من 600 استنساخ فرعي من كل فوسميد. تم تجميع التسلسلات وإنهائها بجودة عالية من قبل طلاب البكالوريوس في جامعة واشنطن في دورة Bio 4342 "Research Explorations in Genomics" ، باستخدام فريد, فراب، و موافق عليه [41-43]. كان معدل الخطأ المقدر للتسلسلات النهائية أقل من 0.01٪ ، وتم عرضه في السيليكو هضم التقييد الذي يطابق الهضم الذي تم الحصول عليه من fosmid البداية مع ما لا يقل عن اثنين من الإنزيمين. قام الطلاب بتعليق التسلسل النهائي من خلال البحث عن الجينات والعناصر المتكررة والميزات الأخرى كما هو موضح في المواد والطرق. أربعة أزواج من fosmids لها تداخل تسلسلي كبير تم انهيار كل زوج في كونتيج واحد من التسلسل غير الزائد (contigs 30 و 50 و 67 و 80).

ركز التعليق التوضيحي الأولي على اكتشاف الجينات. D. virilis تطوري قريب بما فيه الكفاية D. melanogaster أن مناطق ترميز البروتين محفوظة جيدًا. تم استخدام خوارزميات التنبؤ الجيني وأدوات البحث عن المحاذاة المحلية (مثل GENSCAN و BLAST ، انظر المواد والأساليب) لتعليق الجينات وتحديد حدود intron-exon. في معظم الحالات ، كان من الممكن تحديد منطقة الترميز الكاملة للجين ، ولكن المستوى العالي من الاختلاف في التسلسل جعل تحديد المناطق غير المترجمة أمرًا مستحيلًا [36]. مقارنة بين D. virilis contigs مع مناطق متجانسة من D. melanogaster حدد كروموسوم النقطة مناطق معينة حيث تم الحفاظ على التخليق ، وكذلك تلك المناطق التي حدثت فيها الانقلابات. يوضح الشكل 3 مقارنة بين اثنين D. virilis contigs مع المناطق المتماثلة من D. melanogaster الكروموسومات. نتائج الشرح التفصيلي والمقارنات بين الفرد الآخر D. virilis fosmids ومناطقها المتماثلة في D. melanogaster متوفرة كملف بيانات إضافي 1 (تسلسل نقطي للكروموسوم) وملف بيانات إضافي 2 (تسلسلات كروموسوم غير نقطية). لاحظ أن سلالة D. virilis المستخدمة هنا هي سلالة مختلفة عن تلك التي تم تسلسلها مؤخرًا (بواسطة Agencourt Bioscience Corporation ، Beverly ، MA ، الولايات المتحدة الأمريكية). تختلف السلالتان بحوالي 1٪ من البدائل الأساسية ، مع العديد من عمليات الإدراج أو الحذف (indels) ، لكنهما يظهران تنظيمًا مشابهًا على مستوى الجينات (CDS ، ملاحظة غير منشورة). ينتج عن التسلسل المستند إلى الاستنساخ المستخدم هنا استنتاجات أكثر دقة في المناطق التي تكون شديدة التكرار ، والتسلسلات التي من المرجح أن يتم تفويتها في تقنيات بندقية الجينوم الكاملة هي التكرارات [38].

خريطة لعينتين contigs من D. virilis (Dv) بالمقارنة مع المناطق المتماثلة في D. melanogaster (Dm) الجينوم. يظهر نوعان من contigs من D. virilis مع المناطق المقابلة من D. melanogaster. سلاسل الترميز (المربعات الزرقاء الداكنة) موضحة فوق كل رسم بياني. في حالة D. melanogaster، يشير الشريط الأزرق الداكن السميك إلى إطارات القراءة المفتوحة (ORFs) ، ويشير الشريط المائي الرفيع إلى UTRs فقط تم تحديد ORFs لـ D. virilis. يتم عرض التسلسلات المتكررة أدناه: المربعات الحمراء عبارة عن شظايا ينقل الحمض النووي ، بينما يتم تمثيل العناصر المتكررة الأخرى كمربعات صفراء. (أ) يمثل Contig 112 نسخة من أحد الكروموسومات الكبيرة لـ D. virilis. بينما توجهات اغفر و سي جي 10440 هي نفسها فيما يتعلق ببعضها البعض ، هناك تكرار ترادفي كبير بين الجينين في D. virilis، ولكن ليس في D. melanogaster. (ب) يمثل كونتيج 67 نسخة من كروموسوم نقطي لـ D. virilis. يشبه هيكل المنطقة الجينومية المنطقة المقابلة في D. melanogaster، ولكن هناك مساحة أكبر بين الجينات في D. virilis، بينما في D. melanogaster، هناك المزيد من العناصر القابلة للتبديل في الإنترونات. جميع fosmids الموصوفة هنا مع مناطق متماثلة في D. melanogaster تم وضع تعليقات توضيحية بطريقة مماثلة ، تتوفر الخرائط في ملفات البيانات الإضافية. المقياس: قسم واحد يساوي 5 كيلو بايت.

يوضح الجدول 1 جميع contigs متسلسلة ، مع إعطاء أحجامها الإجمالية ، وإدراج الجينات المشروحة ، وتوفير أسماء النسخ (مركز BACPAC). فى الموقع حددت نتائج التهجين fosmids إما على الكروموسوم النقطي أو الرئيسي D. virilis كروموسوم. بين قوسين بعد كل جين هو موضع الكروموسوم للجين في جينوم D. melanogaster. يوضح الشكل 4 الكونتيجس من الكروموسوم النقطي لـ D. virilis للكروموسوم النقطي لـ D. melanogaster بناء على وجود الجينات المتعامدة. ثلاثة من contigs (67 و 106 و 113) مخلقة تمامًا فيما يتعلق بـ D. melanogaster كروموسوم نقطي. كونتيج واحد ، 103 ، هو مخلوط تمامًا فيما يتعلق بجيناته من الكروموسوم النقطي ، ولكنه يحتوي أيضًا على سي جي 5367، وهو جين من الكروموسوم الثاني لـ D. melanogaster. أربعة contigs (30 ، 72 ، 50 ، و 91) تحتوي على الجينات التي هي حصريًا من الكروموسوم النقطي لـ D. melanogaster ولكن تظهر دليلاً على وجود عدد كبير من الانقلابات فيما يتعلق بـ D. melanogaster كروموسوم. على سبيل المثال ، يحتوي contig 30 على كليهما مقلاة و قبعات، الجينات التي تأتي من جوانب متقابلة من الجزء المرتبط من D. melanogaster كروموسوم نقطي. (لوحظ هذا الترتيب أيضًا في دراسات سابقة [31]). من بين 28 جينًا تم تحديدها في D. virilis مستنسخات كروموسوم نقطية ، يوجد واحد فقط في مكان آخر في D. melanogaster الجينوم. في ال D. virilis contigs من الكروموسومات الرئيسية ، أربعة (contigs 13 ، 112 ، 121 ، 122) مخلقة تمامًا مقارنة بمناطق الجينات المتماثلة من D. melanogaster، واثنان (contigs 11 و 80) يظهران انقلابات داخل الكروموسومات. يحتوي كروموسوم واحد فقط كونتيج (80) على جين موجود في الكروموسوم النقطي في D. melanogaster. كونتيج 80 خريطة لذراع رئيسي من D. virilis أنه يحتوي على D. melanogaster جين كروموسوم نقطي سي جي 1732 يحيط بها عدة جينات من D. melanogaster الكروموسوم 3. في المجمل ، يمثل التسلسل fosmids 372650 نقطة أساس من التسلسل من الكروموسوم النقطي لـ D. virilis و 273110 نقطة أساس من التسلسل من الكروموسومات الرئيسية. D. virilis أظهرت contigs 72 و 91 من الكروموسوم النقطي و 11 و 80 من الأذرع الرئيسية الكثير من إعادة الترتيب بحيث كان من المستحيل تحديد منطقة (مناطق) متجانسة دقيقة من D. melanogaster. لم يتم استخدام هذه contigs في مقارنات لحجم intron ، أو نسبة الحمض النووي المنسوخة ، أو في أي من حسابات كثافة التكرار. تتوفر الخرائط التي تمثل مواقع وأحجام الجينات والتكرارات في كل كونتيج في ملفات بيانات إضافية 1 و 2.

خريطة D. virilis (Dv) كونتيج كروموسوم نقطي فيما يتعلق بالكروموسوم النقطي لـ D. melanogaster (د م). تظهر في الأسفل خريطة الجينات الموجودة على D. melanogaster كروموسوم نقطي. تمثل الأشرطة الملونة ذات الملصقات الجينات التي حددنا لها متماثلًا (كاملًا أو جزئيًا) في D. virilis تسلسل fosmids. المربعات الملونة فوق شريط المقياس هي تمثيلات تخطيطية (وليس مقياس) لـ D. virilis contigs. مباشرة فوق شريط المقياس هو تمثيل لتلك contigs المتسلسلة التي تحتوي على مناطق مخلقة من D. virilis، حيث تكون الجينات في نفس الترتيب والتوجه كما في D. melanogaster. في الجزء العلوي من الشكل يتم تعيين contigs إلى D. virilis النقطية التي أعيد ترتيبها فيما يتعلق بـ D. melanogaster كروموسوم نقطي. يتم ترميز الصناديق بالألوان لتمثيل الجينات الموجودة في contig ، مع وجود خطوط متقطعة متصلة لإظهار مدى إعادة الترتيب. والجدير بالذكر أن contig 30 يحتوي على كليهما مقلاة و قبعات، التي تقع على جوانب متقابلة من الجزء ذي النطاقات من D. melanogaster كروموسوم نقطي.

متوسط ​​حجم intron ونسبة الحمض النووي المنسوخة

في حين أن المناطق المركزية غنية بالحمض النووي الساتلي والفقيرة نسبيًا في الجينات [3] ، فإن كثافة الجينات (المُعرَّفة على أنها عدد الجينات لكل ميجا بايت) في الجزء المترابط من الكروموسوم النقطي تشبه الكروموسومات الرئيسية في D. melanogaster [19] (66.5 جينًا / ميجا بايت للنقطة و 74.6 جينًا / ميجا بايت للكروموسومات الرئيسية للمناطق التي تم تحليلها هنا). هذا صحيح أيضًا بالنسبة لمناطق D. virilis الجينوم الذي قمنا بتسلسله (62.2 جينًا / ميجا بايت للنقطة و 67.3 جينًا / ميجا بايت للكروموسومات الرئيسية). مراقبة تلك الجينات غير المتجانسة التي تم استنساخها وتسلسلها (على سبيل المثال ، ضوء [44]) تشير إلى أن هذه الجينات قد تحتوي على إنترونات أكبر في المتوسط ​​، وقد تم الإبلاغ عن ذلك D. melanogaster جينات الكروموسوم النقطي [19]. متوسط ​​حجم intron ، المحدد على أنه إجمالي طول intron مقسومًا على إجمالي عدد introns ، هو 448 نقطة أساس (± 126 نقطة أساس) لعينةنا من الرئيسي D. virilis الكروموسومات و 405 نقطة أساس (± 110 نقطة أساس) للمناطق المقابلة من D. melanogaster. D. virilis جينات كروموسوم النقطة في عينتنا لها متوسط ​​طول إنترون يبلغ 890 نقطة أساس (± 179 نقطة أساس) في المناطق المتماثلة من D. melanogaster الجينوم 859 نقطة أساس (± 115 نقطة أساس). يوضح الشكل 5 رسمًا بيانيًا يقارن وظائف التوزيع التراكمي لحجم intron لكروموسومات النقطة مع الكروموسومات الرئيسية. نظرًا للتوزيع غير الطبيعي لأحجام intron ، يتم استخدام اختبار Kolmogorov-Smirnov (KS) غير المعياري لتقييم الأهمية الإحصائية في المقارنات الزوجية. يشير اختبار KS إلى أن الاختلاف في توزيع أحجام intron بين الكروموسومات النقطية ليس ذا دلالة إحصائية (D = 0.1237 ، ص = 0.2816). ومع ذلك ، فإن توزيع أحجام intron للكروموسومات النقطية يختلف اختلافًا كبيرًا عن تلك الخاصة بالكروموسومات الرئيسية لكلا النوعين (D = 0.223 ، ص = 0.0496 و D = 0.245 ، ص = 0.0291 من أجل D. virilis و D. melanogaster، على التوالى).

توزيع أحجام intron في D. virilis مقارنة ب D. melanogaster. انتيرونات من الجميع D. virilis و D. melanogaster تم فصل الجينات في contigs المدروسة إلى مجموعات بناءً على الحجم. الرقم الموجود على x يمثل المحور الحد الأدنى لحجم intron الذي يتم حسابه في تلك الحاوية إذا كان يحتوي على العديد من القواعد أو أقل. ال ذ يُحسب المحور النسبة المئوية لإجمالي الإنترونات التي تقع في تلك الحاوية. الكروموسومات النقطية لها توزيعات حجم intron متشابهة بشكل كبير ، والتي تختلف بشكل كبير عن تلك الخاصة بأذرع الكروموسومات الرئيسية.

النسبة المئوية للحمض النووي المنسوخ ، والمُعرَّفة بطول النسخة الأولية على طول التسلسل الإجمالي ، هي أكثر تشابهًا بين الكروموسومات المتجانسة منها بين الكروموسومات النقطية والكروموسومات الرئيسية. (في هذه الحالة ، 5 'و 3' مناطق غير مترجمة (UTRs) لم يتم تسجيلها في حسابات النسبة المئوية للحمض النووي المنسوخ ، حيث لا يمكن تحديد هذه المناطق في المفترض D. virilis الجينات.) المناطق المتسلسلة من D. virilis والمناطق المماثلة من D. melanogaster تحتوي الكروموسومات النقطية على كثافة نصية تبلغ 58.7٪ و 51.0٪ على التوالي ، بينما تبلغ كثافة النسخ للكروموسومات الرئيسية 22.2٪ لـ D. virilis و 25.9٪ ل D. melanogaster. يعكس الاختلاف في النسبة المئوية للحمض النووي المنسوخ بين contigs النقطي وغير النقطي متوسط ​​الحجم الأكبر للإنترونات في جينات الكروموسوم النقطي.

(dC-dA) · (dG-dT) تردد تكرار ثنائي النوكليوتيدات

أحد علامات euchromatin هو وجود تكرار ثنائي النوكليوتيد (dC-dA) وفير (dG-dT) ، المعروف أيضًا باسم تكرارات CA / GT. فى الموقع يظهر التهجين أن هذه التكرارات موزعة على نطاق واسع في euchromatin ، لكن الكروموسوم النقطي لـ D. melanogaster لديه كثافة أقل بكثير من هذه التكرارات [5]. الكروموسوم النقطي لـ D. virilis لديه تردد تكرار CA / GT مشابه لجسمه الذاتي الرئيسي ، كما هو موضح في فى الموقع تهجين [33]. كرر ثنائي النوكليوتيد تحليل التسلسلات من D. virilis fosmids بالمقارنة مع المناطق المتجانسة في D. melanogaster يدعم الجينوم فى الموقع نتائج التهجين. إن fosmids من الكروموسوم النقطي لـ D. virilis لديها تكرار CA / GT بمتوسط ​​طول 36 نقطة أساس وبكثافة إجمالية تبلغ 0.15٪. مناطق D. melanogaster الكروموسوم النقطي المتماثل مع هذه fosmids له تكرار CA / GT واحد فقط ، والذي يبلغ طوله 21 نقطة أساس ، مما يعطي كثافة CA / GT إجمالية قدرها 0.0069٪. في ال D. virilis الخرائط المستنسخة للكروموسومات الرئيسية ، يتكون 0.96 ٪ من الحمض النووي من CA / GT ، بمتوسط ​​تكرار يبلغ 32 نقطة أساس. في المناطق المتماثلة من D. melanogaster الجينوم ، 0.32 ٪ من الحمض النووي هو CA / GT ، بمتوسط ​​طول مناطق ثنائي النوكليوتيدات يبلغ 24 نقطة أساس. وهكذا ، في حين أن D. virilis يحتوي كروموسوم النقطة على مستوى أقل من CA / GT من أذرع الكروموسوم الرئيسية (حوالي ستة أضعاف أقل من D. virilis وحوالي ضعفين أقل من D. melanogaster) ، يحتوي على مستوى أعلى بحوالي 20 ضعفًا من هذا التكرار مما هو موجود في الكروموسوم النقطي لـ D. melanogaster.

كرر التحليل

التحليل الأولي للعناصر المتكررة المعروفة في D. virilis تم إجراء contigs باستخدام RepeatMasker [45]. يحتوي RepBase 8.12 [46 ، 47] على تكرارات مميزة مسبقًا من D. virilis مجموعة الأنواع. كنهج أولي بسيط بحثنا عنه من جديد يتكرر عن طريق مقارنة متواليات الفوسميد مع بعضها البعض ، بحثًا عن مناطق ذات تشابه كبير بواسطة BLASTN [48]. كانت معظم التسلسلات المتكررة الجديدة على ما يبدو التي تم تحديدها بواسطة هذه التقنية قريبة على الفور من التكرارات المعروفة التي تم تحديدها بواسطة RepeatMasker ، وبالتالي ، يُفترض أنها امتدادات غير مقنعة لتلك التكرارات. تم تحديد عدد قليل من التكرارات الجديدة التي لم تكن مشابهة لأي عنصر متكرر آخر معروف ، أو علامة تسلسل معبر عنها (EST) ، أو تسلسل بروتيني. باستخدام هذه التقنية البسيطة ، شكلت التكرارات الجديدة أقل من 1 ٪ من إجمالي الحمض النووي المتكرر ، ومع ذلك ، نظرًا للحجم الصغير لمجموعة البيانات الخاصة بنا (0.65 ميجا بايت) ، فمن الممكن أن يتم تفويت العناصر المتكررة.

يوضح الشكل 6 أ كثافة التكرار لفئات مختلفة من العناصر المتكررة في D. virilis contigs والمناطق المماثلة من D. melanogaster الجينوم باستخدام RepeatMasker / RepBase (ذبابة الفاكهة المعلمات الافتراضية) بالإضافة إلى هذا بسيط من جديد تقنية بلاستن. في حين أن هناك بعض الاختلاف في كثافة التكرار بين contigs لمنطقة معينة (كروموسوم نقطي أو كروموسوم رئيسي) ، يبدو أن الإجماليات تمثل متوسط ​​قيمة contigs المدروسة. باستخدام هذا التحليل ، فإن كثافة التكرار الإجمالية لـ D. virilis كونتيجس الكروموسوم النقطي 14.6٪ ومتوسط ​​كثافة التكرار الفردية هو 15.4٪ ± 7.9٪. كثافة التكرار الإجمالية للمتماثل D. melanogaster 25.3٪ متوسط ​​الكثافة المتكررة الفردية هو 24.7٪ ± 5.4٪. Fosmids من الكروموسوم النقطي لـ D. melanogaster تظهر كثافة أعلى باستمرار من ترانسبوزونات الحمض النووي و DINE-1 عناصر من fosmids من الكروموسوم النقطي لـ D. virilis. مقارنة العينة المأخوذة من الكروموسوم النقطي لـ D. melanogaster تحليلها هنا إلى الجزء الكامل النطاقات من كروموسوم النقطة (باستخدام RepeatMasker و RepBase 8.12) يظهر نتائج مشابهة جدًا (الشكل 6 أ). في المقابل ، فإن الأذرع المتجانسة للكروموسومات الكبيرة D. melanogaster و D. virilis لها كثافة تكرار مماثلة ، مع ما يقرب من 6 ٪ من التسلسل المصنف على أنه متكرر. (كويسنفيل وآخرون. [49] تقدير كثافة التكرار الإجمالية لـ D. melanogaster 5.3٪.) اختلفت أنواع التكرار الأخرى بين النوعين أيضًا. في عينتنا من أذرع الكروموسومات هذه ، D. virilis لديه المزيد من التكرارات البسيطة و D. melanogaster لديه المزيد من العناصر الرجعية. بشكل عام ، تشير هذه النتائج إلى أن كلاً من كثافة التكرار العالية والتمثيل الزائد لترانسبوزونات الحمض النووي يساهمان في تكوين الكروماتين المغاير على D. melanogaster كروموسوم نقطي. ومع ذلك ، لأن D. virilis ليست مدروسة بشكل جيد D. melanogaster، من الممكن أن يفتقد هذا الأسلوب بعض التكرارات غير المميزة. لمعالجة هذه المشكلة ، اتخذنا عدة استراتيجيات مختلفة.

كرر تحليل D. virilis contigs مقارنة مع D. melanogaster الجينوم. تم حساب كثافة التكرار ، المُعرَّفة على أنها النسبة المئوية للتسلسل الإجمالي (في أزواج أساسية) التي تم شرحها على أنها متكررة باستخدام D. virilis تم الحصول على تسلسل fosmid في هذه الدراسة والمناطق المتماثلة من D. melanogaster (انظر المواد والطرق). D. melanogaster و D. virilis لها كثافة تكرار منخفضة متشابهة جدًا على أذرع الكروموسوم الرئيسية ، وكثافة تكرار مماثلة ولكن أعلى بكثير على الكروموسومات النقطية. (أ) النسبة المئوية للتكرار لكل نوع تم تحديده بواسطة RepeatMasker باستخدام RebBase 8.12 مع التكرارات الإضافية المحددة في مقارنة BLASTN الشاملة لتسلسلات fosmid المعروضة هنا. (ب) نسبة التكرار لكل نوع تم تحديده بواسطة RepeatMasker باستخدام Superlibrary (انظر النص للحصول على الوصف). الكروموسوم النقطي لـ D. melanogaster يحتوي على تسلسل ترانسبوزون DNA أكثر بثلاث مرات من تسلسل D. virilis كروموسوم نقطي. التكرارات "غير معروفة" هي تلك الموجودة في كل من RebBase 8.12 و D. virilis مكتبة PILER-DF التي لم يتم تصنيفها كنوع.

طورت التحقيقات الأخيرة أدوات بحث متعددة لـ من جديد تحديد التسلسلات المتكررة الجديدة في تجميعات الجينوم [50 ، 51]. باستخدام هذه الأدوات ، أنشأنا "مكتبة فائقة" أضفنا فيها تسلسلات من مكتبات خاصة بالأنواع من كليهما D. melanogaster و D. virilis إلى مكتبة العناصر القابلة للتحويل من ذبابة الفاكهة (TE) RebBase 8.12 لإنشاء مكتبة بأقل قدر ممكن من التحيز. التكرارات الإضافية جاءت من ثلاثة مصادر. عنصران متكرران جديدان تم تحديدهما في D. melanogaster باستخدام برنامج PILER-TR تمت إضافة [50]. أضفنا أيضًا مجموعة كاملة من 66 عنصرًا من D. virilis تم تحديده بواسطة تحليل PILER-DF (C Smith و G Karpen ، اتصال شخصي) للمنشور D. virilis تجميع الجينوم كله [52]. أخيرًا ، تسلسل تم تحديده مؤخرًا من DINE-1 من عند د. ياكوبا أضيف [53].

جميع ال D. virilis و D. melanogaster ثم تم تحليل التسلسلات المستخدمة في هذه الدراسة من أجل الحمض النووي المتكرر باستخدام RepeatMasker مع هذه المكتبة الفائقة. حدد هذا النهج كثافة تكرار إجمالي لـ D. virilis contigs من نقطة الكروموسوم 22.8٪ ، بينما المناطق المتجانسة من D. melanogaster يحتوي كروموسوم النقطة على 26.5 ٪ من الحمض النووي المتكرر (الشكل 6 ب). باستخدام نفس المكتبة الفائقة ، فإن الأجزاء من الكروموسومات الرئيسية لـ D. virilis لها كثافة تكرار إجمالية تبلغ 8.4٪ ، مقارنة بـ D. melanogaster الكروموسومات الرئيسية والتي تبلغ كثافتها 6.8٪. يوضح هذا التحليل أن الكثافة الإجمالية للتكرارات على D. virilis و D. melanogaster fosmids الكروموسوم النقطي متشابه ، وأعلى بكثير من كثافة التكرارات على الكروموسومات الرئيسية من كلا النوعين. تقنيات التحليل الأخرى المستخدمة لتقييم الفرق بين D. virilis و D. melanogaster متتاليات ، بما في ذلك مقارنة TBLASTX باستخدام مكتبة RebBase 8.12 التي أزيلت منها متواليات اللافقاريات [49 ، 54] ، وتجميع مكتبة كشاف التكرار [51] ، أظهرت أيضًا اختلافًا طفيفًا في المقدار الإجمالي للتسلسل المتكرر الموجود في D. virilis و D. melanogaster تسلسل نقطي (غير معروض). وبالتالي ، فإن جميع تقنيات المتابعة المطبقة تشير إلى أن التسلسلات من الكروموسومات النقطية لكليهما D. virilis و D. melanogaster يتم إثرائها للتسلسلات المتكررة مقارنة بالتسلسلات المشتقة من الكروموسومات الرئيسية لكلا النوعين. يتم عرض تحليل كل contig وكذلك التمثيل الكلي لكل نوع من التكرار في الجدول 2 والشكل 6b. يوضح التباين بين النتائج الموضحة في الشكل 6 أ وتلك الموضحة في الشكل 6 ب المشكلة التي تطرحها مكتبات التكرار المتحيزة ، وهي مشكلة يجب مراعاتها بعناية في دراسات من هذا النوع. إن الملاحظة القائلة بأن ثلاثة تحليلات مختلفة (تمت مناقشتها أعلاه) تدعم النتائج الموضحة في الشكل 6 ب تمنح الثقة للاستنتاجات المستخلصة هنا.

بينما الكثافة الإجمالية للعناصر المتكررة متشابهة ، هناك فرق كبير في كثافة الينقولات DNA (الجدول 2). التابع D. melanogaster الحمض النووي للكروموسوم النقطي من العينة ، يتكون 18.6٪ من بقايا ترانسبوزونات الحمض النووي ، بما في ذلك متواليات من 1360 عناصر، ص العناصر (المصنوعات اليدوية والأجزاء ذات الصلة) ، Tc1 العناصر و DINE-1. فقط 6.4٪ من هذه المناطق من الكروموسوم النقطي لـ D. virilis يتكون من بقايا ترانسبوزونات الحمض النووي ، حوالي ثلاثة أضعاف الاختزال. الجزء الأكبر من التسلسل المتكرر في D. virilis fosmids النقطية المصنفة مبدئيًا على أنها ترانسبوزونات DNA هي dvir.16.2 centroid و dvir.16.17 centroid ، المتواليات المحددة في تحليل PILER-DF. يوضح الجدول 3 عنصر التكرار وفئة التكرارات الأكثر شيوعًا في D. virilis و D. melanogaster تمت دراسة contigs كروموسوم نقطي هنا ، كما هو محدد بواسطة RepeatMasker / Superlibrary. يتم تمثيل عائلات ترانسبوسون DNA بشكل تفضيلي في D. melanogaster، بينما العناصر الرجعية (LINEs و LTRs) أكثر شيوعًا في D. virilis. يشير فحص النتائج الكمية في الجدول 2 إلى أن الكروموسوم النقطي لـ D. virilis لديها زيادة في العناصر الرجعية (9.1 ٪) بالمقارنة مع المناطق المتماثلة في D. melanogaster (4.2٪). ومع ذلك ، يبدو أن هذا الاختلاف يرجع إلى تحيز العينة ، حيث يصنف RepeatMasker / RebBase 8.12 8.7٪ من الكل D. melanogaster كروموسوم نقطي كعناصر رجعية.

DINE-1، المعروف أيضًا باسم DNAREP-1 أو INE-1، هو عنصر متكرر شائع جدًا في جينوم D. melanogaster [55]. كثافة DINE-1 العناصر عالية بشكل خاص على الكروموسوم النقطي لـ D. melanogaster، أكثر من أذرع الكروموسوم الرئيسية أو على الكروموسوم النقطي لـ D. virilis [17 ، 56]. باستخدام Superlibrary لدينا وعملية تحديد التكرار ، يحدد RepeatMasker 0.1٪ من D. virilis contigs كتسلسل مع تشابه كبير مع DINE-1 العناصر ، بينما في المناطق المتجانسة من D. melanogaster نقطة الكثافة 10.5٪. (كامل D. melanogaster تبلغ نسبة حدوث النقطة 9.2٪ DINE-1 العناصر ، التي تم تقييمها باستخدام RepeatMasker / Superlibrary.) كان هناك جدل كبير حول أصل DINE-1 العناصر [56 ، 57]. اقترح Kapitonov و Jurka [57] ذلك مؤخرًا DINE-1 هو retrotransposon على أساس التماثل إلى D. virilis بينيلوب GenBank ، ولكن التسلسلات مع homology to DINE-1 في هذا الانضمام تقع خارج الكنسي بينيلوبي تسلسل [58] (سي بيرجمان ، اتصال شخصي). تحليل DINE-1 العناصر في د. ياكوبا يشير إلى حدوث انفجار حديث نسبيًا في هذا النوع. تسلسل إجماع على أساس هذه الأخيرة DINE-1 لا تحتوي العناصر على تكرارات نهائية طويلة ولا ذيل بولي-أ (يوحي بعنصر رجعي) ، ولكن لديها تكرارات مثالية نهائية 12 نقطة أساس ، وهي خاصية الينقولات [53]. وبالتالي ، بينما قدمنا ​​إحصائيات منفصلة لهذه الفئة ، فإننا نعتبرها DINE-1 العناصر لتكون بقايا الينقولات DNA. يتم أيضًا توفير إحصائيات منفصلة في الجدول 2 لـ 1360 شظايا ينقل الحمض النووي ، حيث أن هذه الفئة لها أهمية خاصة كهدف محتمل لتكوين الكروماتين المتغاير ، كما نوقش أعلاه. مرة أخرى ، يتم إثراء هذه العائلة بشكل كبير D. melanogaster fosmids نقطية ، تشكل 4.1 ٪ من عينة الحمض النووي ، مقارنة بـ 0.8 ٪ في D. virilis fosmids نقطية و 0٪ في العينات المأخوذة من أذرع الكروموسوم الرئيسية.

تكون العناصر القابلة للتحويل أكثر انتشارًا في إنترونات الجينات متغايرة اللون مقارنة بإنترونات الجينات متماثل اللون [4] وقد يساهم هذا في تطور وبنية الجينات في الكروماتين المتغاير. مع الحفاظ على التركيز على كثافة التكرار الإجمالية (وليس النوع المتكرر) ، قمنا بتحليل الإنترونات لجميع contigs مع قاعدة بيانات متكررة تم إنشاؤها عن طريق الجمع بين إخراج RepeatScout من كل من D. melanogaster و ال D. virilis تجميعات الجينوم الكاملة. باستخدام RepeatMasker مع هذه المكتبة (مع حذف التعقيد المنخفض والتكرار البسيط) ، يجد المرء أن introns of the D. virilis تحتوي جينات الكروموسوم النقطي التي تمت دراستها هنا على 27.0 ٪ من العناصر المتكررة ، بينما في المناطق المتماثلة من D. melanogaster نقطة ، 33.1٪ من الإنترونات تتكون من عناصر متكررة. تحليل contigs من الكروموسومات الرئيسية لـ D. virilis والمناطق المتماثلة من D. melanogaster لم تجد أي عناصر قابلة للتبديل يمكن التعرف عليها في الإنترونات. وبالتالي فإن الكروموسومات النقطية هي في هذا الصدد أكثر تشابهًا مع بعضها البعض من الكروموسومات الرئيسية من أي من النوعين.

بمقارنة الشكلين 6 أ و 6 ب ، من الواضح أن استراتيجيتي الاكتشاف المتكرر المقدمتين أعطتا نتائج مختلفة تمامًا. D. melanogaster و D. virilis هي قريبة إلى حد ما من بعضها البعض من الناحية التطورية ، ولكن استخدام مكتبة RepBase المحددة مسبقًا ، والتي لها تمثيل جيد لـ D. melanogaster يكرر ، لم يكن كافياً للعثور على جميع ملفات D. virilis يتكرر ، خاصة على الكروموسوم النقطي. تؤكد هذه النتيجة على أهمية استخدام تقنيات مثل PILER للعثور على تكرارات خاصة بالأنواع حيث يتم تسلسل الأنواع الجديدة ، حتى عندما تتوفر التسلسلات المتكررة من الأنواع القريبة المدروسة جيدًا. الاعتماد على قواعد البيانات المتكررة الحالية يمكن أن يؤدي إلى تقديرات منخفضة بشكل خاطئ للمحتوى المتكرر.


الأساس الجيني للاختلافات في فرمون الإناث بين ذبابة الفاكهة السوداء و D. simulans

الإشارات الكيميائية هي إحدى الوسائل التي تتواصل من خلالها العديد من أنواع الحشرات. الاختلافات في تركيبة المواد الكيميائية السطحية التي تسمى الهيدروكربونات الجلدية (CHCs) يمكن أن تؤثر على سلوك التزاوج وتؤثر على العزلة الإنجابية بين الأنواع. تم تحديد الجينات التي تؤثر على ثلاثة مركبات CHC في ذبابة الفاكهة السوداء. ومع ذلك ، فإن الأساس الجيني لمركبات CHC الأخرى ، سواء كانت هذه الجينات تؤثر على اختلافات الأنواع في CHC ، وتأثير الجينات الناتج على التزاوج بين الأنواع ، لا يزال غير معروف. استخدمنا رسم خرائط النقص الدقيق للكروموسوم الثالث لتحديد 43 منطقة جينومية تؤثر على إنتاج CHCs في كل من الإناث D. melanogaster و Drosophila simulans. حددنا 23 منطقة جينومية صغيرة إضافية تؤثر على التباعد بين الأنواع في CHCs بين إناث هذين النوعين ، أحدهما يمتد على جينين معروفين بتأثيرهما على إنتاج العديد من CHCs داخل D. melanogaster. من خلال اختبار هذه الجينات بشكل فردي ، قررنا أن desat1 يؤثر أيضًا على الاختلاف بين الأنواع في مركب CHC واحد ، بينما ليس لـ desat2 أي تأثير على الاختلاف بين الأنواع. Thus, some but not all genes affecting intraspecific amounts of CHCs also affect interspecific divergence, but not all genes or all CHCs. Lastly, we find no evidence of a relationship between the CHC profile and female attractiveness or receptivity towards D. melanogaster males.

بيان تضارب المصالح

يعلن المؤلفون أنه ليس لديهم تضارب في المصالح.

الأرقام

Creation of female offspring used…

Creation of female offspring used for deficiency mapping to locate genes contributing to…

Mirrored CHC profiles for female…

Mirrored CHC profiles for female D. melanogaster ( أ ) و D. simulans…

Variation among deficiency lines and…

Variation among deficiency lines and genotypes in relative concentration of ( أ )…

Biochemical pathway overview ( a…

Biochemical pathway overview ( أ ) and specific steps ( ب ) for…


The Scientific Importance of Drosophila Melanogaster

Drosophila melanogaster, or the fruit fly as it is more commonly called, has played an important part in science. It has aided scientists in the discovery of many different principles. Its importance continues today.

The fruit fly has been used for approximately a century in scientific research, according to the University of Michigan Museum of Zoology. It has played an especially large role in the study of genetics. Thomas H. Morgan utilized the fruit fly to prove the chromosomal theory of inheritance. This showed that chromosomes carry genetic information. The fruit fly was vital in discoveries regarding gene mapping, multiple alleles, spistatis and sex-linked inheritance. Research continued on Drosophila melanogaster by H. Sturtevant. He created genetic maps of the fruit fly.

There are various reasons why Drosophila melanogaster has been such an ideal subject for studies in genetics and biology. First, it can reproduce very easily in captivity. It is very easy to breed many different subjects for use in studies.

The fruit fly has a very short lifespan. In seven days it matures into an adult. Because of this, researchers could study many generations in a short span of time. This is especially useful for genetic research.

It is simple to care for fruit flies. It is also inexpensive. Fruit flies reproduce very quickly, with one female creating a hundred eggs every single day. It is easy to tell the difference between males and females, as well as identify virgin females. There are only four pairs of chromosomes, and this makes it very easy to study them. Meiotic recombination does not occur in males. Also, because they have been studied so extensively, their entire genome was sequenced, allowing for easy research. All of these traits make Drosophila melanogaster the ideal subject to use in scientific research.

Despite the simplicity of Drosophila melanogaster, scientists can learn a great deal about genetics and biology from it. Many of the same principles about genetics are the same for fruit flies and other animals, including humans.

Drosophila melanogaster is even used to teach children about the importance of science. The same benefits that make it a great subject for established research scientists make it easy to use for high school and college students, according to the biology department at the University of Arizona. Thus they can help teach the next generation of scientists.

Although Drosophila melanogaster are simple creatures, their contribution to science through the years has been nothing short of amazing. They continue to be studied all over the world.


Invertebrate Learning and Memory

Thomas Riemensperger , André Fiala , in Handbook of Behavioral Neuroscience , 2013

Introduction: Strategies to Determine Neuronal Substrates Underlying Learning and Memory

Neuroscientific research on learning and memory ultimately aims to reveal neuronal structures and cellular mechanisms through which experience-dependent information is acquired, stored, and retrieved by neuronal circuitries of the brain. 1 To gain access to the neuronal circuits and biophysical mechanisms mediating changes in behavior, two general strategies are possible: (1) observation of neuronal processes in correlation with learning or memory retrieval and (2) experimental interference with neuronal processes to systematically manipulate learning and memory formation. To facilitate experiments, ‘simplified systems’ have often been chosen as preferred objects of research. The reasons for using a particular model system, be it an entire animal or a piece of nervous tissue, are usually due to technical advantages. The nervous system of marine snails consists of large neurons that can easily be impaled with recording and stimulation electrodes. 2 Honeybees exhibit a remarkable complexity in their learning capabilities, and electrophysiological approaches, optical imaging techniques, or pharmacological interventions are possible, for which the relative diminutiveness of the brain compared to that of mammals provides clear advantages. 3 Rodent model systems are attractive objects of study because of their relative evolutionary proximity to humans compared to invertebrates. Here, often ‘simplified systems’ are extracted by using isolated circuits, such as hippocampus slices. 2 For a long time, the fruit fly ذبابة الفاكهة سوداء البطن has been a favorite organism for geneticists, mainly due to the fast reproduction cycle and the large number of offspring that facilitates the screen for mutants. 4 Whereas this has been an excellent model organism for genetic studies, for many decades it was not useful for physiological investigations: Its small neurons and fine neurites are not advantageous for electrophysiological analyses of individual neurons, and electrophysiological techniques have long been restricted mainly to extracellular sensillum recordings 5 and recordings from neuromuscular preparations of the larval body wall. 6 However, two developments have made ذبابة الفاكهة amenable for physiological studies. First, germline transformation 7 and the versatility of binary expression systems 8 provide the possibility to target transgenes to distinct and defined populations of neurons. 9 Second, new proteins as molecular tools have been designed that can be transgenically expressed. DNA-encoded fluorescence probes can be targeted to defined cells in order to observe diverse parameters of cellular functions, such as calcium influx, second messenger-dependent signaling, and synaptic transmission, 10 and the discovery of light-sensitive cation channels has made it possible to manipulate the membrane potentials of neurons simply by illumination—a technology that is generally termed ‘optogenetics.’ 11,12 Because these molecular techniques—optical imaging of cellular processes using DNA-encoded probes and optical activation of neurons using light-gated cation channels—resemble the use of recording and stimulation electrodes in electrophysiology, we refer to these in combination as optophysiological approaches.

Understanding biochemical and physiological mechanisms that mediate learning and memory formation requires some knowledge about where in the brain those changes may happen that are causative for it. This classical ‘localization problem’ is not easy to solve, and it cannot be solved with a single experimental approach. 13 To determine whether distinct changes in neuronal activity (here subsuming all possible neuronal processes that can potentially be altered during learning, such as changes in synaptic transmitter release, postsynaptic excitation, or excitability of circuits in general) are indeed the biophysical substrates through which learning and memory observed in behavior are manifested, several experimental tests have been formulated. 13–16 Although experiments to determine whether neuronal substrates are necessary and sufficient to promote a certain type of learning differ slightly among researchers, 13–16 they generally include (1) disruptive alterations of neuronal functions, (2) detectability of changes in correlation with experience-dependent changes in behavior, and (3) artificial mimicry of changes in neuronal function that can substitute for a natural change in behavior. Here, we summarize how the use of optophysiological tools, among others, may contribute to such experiments.

To illustrate the technical approaches, we restrict ourselves to differential associative olfactory learning and the formation of short-term memory in D. melanogaster, 17,18 a learning paradigm that is widely used ( Figure 6.1A ). In this classical conditioning procedure, one odor as conditioned stimulus (CS+) is presented to a group of fruit flies in temporal coincidence with an electric shock as unconditioned stimulus (US). A second odor is presented without any punishment (CS–). In a subsequent test situation, the animals can chose between the two arms of a T-maze that contain either the CS+ or the CS–. Learning and short-term memory are assessed by calculating the proportion of animals avoiding the odor that has been associated with the electric shock in comparison to the total number of flies. 18 The neuronal pathways through which olfactory information is processed in the ذبابة الفاكهة brain have been characterized to some extent ( Figures 6.1B and 6.1C ). 20–22 Fruit flies perceive odors by olfactory sensory neurons housed within sensillae of various morphological types that are located on the third antennal segments and the maxillary palps. 23 Olfactory sensory neurons project via the antennal nerves to the antennal lobes, the primary olfactory neuropils of the insect brain, and ramify their terminal aborizations in spherical structures called glomeruli. 24 The basic logic of connectivity is simple: Those sensory neurons that express a given specific olfactory receptor target one or very few identifiable glomeruli. 24–26 Excitatory and inhibitory local interneurons that interconnect glomeruli process the odor information with the antennal lobe, 27–29 and olfactory projection neurons convey the odor information further to the lateral protocerebrum and the mushroom body. 30–32 The logic of odor coding is crucially different between the antennal lobe and the mushroom body. Whereas odors are represented at the level of the antennal lobes in terms of spatiotemporal patterns of overlapping glomerular activity, 33,34 the intrinsic mushroom body neurons (Kenyon cells) show a sparse response to particular odor stimuli—that is, only a small fraction of the approximately 2500 Kenyon cells per hemisphere selectively respond to a particular odor with the generation of very few action potentials. 35,36 This particular coding scheme appears favorable for selectively assigning positive or negative values to a given odor representation through associative learning ( Figure 6.1C ). 21,37 Modulatory neurons that release biogenic amines as transmitters (e.g., dopamine and octopamine) and that broadly innervate mushroom bodies are assumed to carry the value information evoked by the US. 21,37 The following sections summarize the experimental approaches that have been used to test this idea.

Figure 6.1 . Classical olfactory conditioning in Drosophila.

(A) Schematic depiction of a differential conditioning paradigm. 18 During training, flies are sequentially exposed to a non-reinforced odor (CS–) and, with a delay, an odor (CS+) that is temporally paired with an electric shock (unconditioned stimulus). Subsequently, the flies are transferred to a T-maze in which they approach or escape either of the two presented odors. (B) Illustration of the olfactory pathway in the ذبابة الفاكهة brain. Odors are perceived by receptors located on the antennae (AN) and conveyed by olfactory sensory neurons (yellow) to the antennal lobes (AL). Olfactory projection neurons (green) convey the information to the mushroom bodies (MB) and the lateral horn (LH). (C) Hypothetical neuronal circuit mediating olfactory associative learning. Odor stimuli are encoded at the level of the antennal lobes as combinatorial glomerular activity patterns and conveyed to the intrinsic mushroom body neurons (Kenyon cells). Here, olfactory information is represented as sparse neuronal activity. Punishment is mediated by dopaminergic neurons, and in coincidence with odor-evoked activity transmission by Kenyon cell output synapses is modified. (D) Temperature-dependent suppression of neurotransmitter release using shibire ts , a temperature-sensitive variant of the protein dynamin. 19 A temperature shift from the permissive (22°C) toward the restrictive (30°C) temperature suppresses synaptic vesicle recycling, ultimately causing a disruption of synaptic transmission.


Male-Male Courtship Pattern Shaped By Emergence Of A New Gene In Fruit Flies

When a young gene known as sphinx is inactivated in the common fruit fly, it leads to increased male-male courtship, scientists report in the May 27, 2008, issue of the Proceedings of the National Academy of Sciences. High levels of male-male courtship are widespread in many fly species, but not in Drosophila melanogaster, the tiny insect that has been a mainstay of genetic research for more than a century.

In 2002, the research team of Manyuan Long, professor of ecology and evolution at the University of Chicago, and colleagues discovered that D. melanogaster possessed the sphinx gene--and other fly species did not.

In order to study the function of this two million-year-old gene, Hongzheng Dai and Ying Chen--former graduate students in Long's lab and first authors of this study--created flies with a suppressed version of the sphinx gene, which is expressed in male reproductive glands. Loss of the gene produced no apparent changes.

"The flies looked normal," Long said. But when the researchers put two males that lacked the sphinx gene together, they noticed that the males were "interested in other males."

They repeated the experiment many times, Long said. It consistently produced the same results. Males without sphinx pursued each other more than 10 times longer than did males with a working copy of the gene. They performed all stages of normal male-female courtship--orienting, tapping, singing, licking, attempting--except for copulating.

"Male-male courtship might have been common in the ancestral D. melanogaster population," Long said. "Sphinx appears to have evolved to reduce this in one single species." By silencing this gene, the researchers may have generated an ancestral genotype that existed before sphinx originated.

D. melanogaster separated from related species about three million years ago, the researchers say. Male-male courtship could have been common among the fly's ancestors before that separation up to at lease 25-30 million years ago.

"Species that don't have this gene show more male-male courtship behavior than those that do have it," Long said. "The absence or presence of the sphinx gene appears to regulate the diversity of male-male courtship behavior among flies. This suggests that the genetic control of male courtship is an evolving system, which can recruit new genetic components and change courtship behaviors."

"This is the genetic interpretation," Long said. "Of course other factors, like the environment, are also likely to have an influence."

The scientists also noticed that groups of males without a working copy of sphinx tended to behave differently, often forming chains of flies positioned behind each other. This is a typical male-male courtship behavior, Long said, not seen in male-female relations.

Female flies without sphinx, on the other hand, did not show any changes in reproductive behavior compared to females with sphinx. This is not surprising, the authors say, since the sphinx gene is not expressed in female reproductive tissues.

Normal females were not able to attract the attentions of sphinxless males, which were more interested in each other than in females. But when these males could not complete the copulation process with other males, they would return to the females, Long said.

"Sphinx is not a protein-coding gene, but an RNA gene," Long said. "So, the question is: How do RNA genes interact and regulate other genes" We are exploring this in our lab."

The study was supported by the National Institutes of Health, the National Science Foundation, the David and Lucile Packard Foundation and the Leukemia and Lymphoma Society. Additional authors are Sidi Chen, Qiyan Mao, David Kennedy, Patrick Landback and Wei Du from the University of Chicago and Adam Eyre-Walker from the University of Sussex, Brighton, U.K.

مصدر القصة:

المواد المقدمة من University of Chicago Medical Center. ملاحظة: يمكن تعديل المحتوى حسب النمط والطول.


Lethal Gene Keeps Fly Species Separate

Research uncovers new information about the biological processes that help ensure that two fly species don't interbreed.

Pour some cold cream into a cup of hot, black coffee, and you end up with a drink that&rsquos midway between the two ingredients in color, temperature, and flavor. A similar kind of blending can occur if members of closely related species frequently mate with each other, but many species have mechanisms to prevent such mixing. Now, Howard Hughes Medical Institute scientists have discovered one of the few genes that ensures that two species don&rsquot interbreed.

HHMI investigators Harmit Malik of the Fred Hutchinson Cancer Research Center and Jay Shendure of the University of Washington and their colleagues devised a new mutagenesis-based approach to investigate the molecular genetic basis of speciation. They used this approach to identify a gene that kills male offspring that result from mating between two fruit fly species. &ldquoIt&rsquos a pretty big step in our understanding of what is the biological process that leads to incompatibility&rdquo between different species, says Malik. He and his colleagues reported their findings on December 18, 2015, in the journal علم.

More than 150 years ago, Charles Darwin noted that interbreeding between species could blur their differences. &ldquoSpecies within the same country could hardly have kept distinct had they been capable of crossing freely,&rdquo he wrote in حول أصل الأنواع. A variety of obstacles can prevent species from intermixing, producing what scientists term reproductive isolation. The species may reproduce at different times of the year, for example, or their progeny may die or be sterile, as is the case for mules, the offspring of mating between horses and donkeys. Although researchers have been searching for genes that keep species separate, Malik notes that so far, &ldquothere are very few cases in which we can say, &lsquothis gene is mediating reproductive isolation.&rsquo&rdquo

Two of the genes scientists have uncovered enable the fruit fly ذبابة الفاكهة سوداء البطن to remain reproductively isolated from the similar fly species D. simulans. Both species live throughout much of the world, giving them plenty of opportunities to interbreed in the wild. Yet when a female D. melanogaster and a male D. simulans mate, only their female offspring live all of the males die shortly after hatching.

Researchers aren&rsquot sure why the female offspring don&rsquot perish, but they&rsquove shown that the genes Hmr و Lhr are partly responsible for the deaths of the hybrid males. Evidence suggested that a third gene was also involved, but nobody had identified it.

Nitin Phadnis, who was a postdoctoral researcher in Malik&rsquos lab and is now on the faculty at the University of Utah, designed an ingenious experiment to ferret out this elusive gene. The team fed male D. simulans flies a chemical that triggers mutations. The researchers hoped that in some flies these alterations would occur in the gene they were searching for and disable it. Although these flies would be extremely rare, the scientists would be able to recognize them because their sons would survive. After nearly two years of crossbreeding flies and sorting through more than 330,000 of their progeny, Malik and colleagues tallied only six living male offspring.

But that was enough to pinpoint the gene. When the scientists sequenced the genomes of these flies, they discovered that all six carried mutations in gfzf, a gene that helps orchestrate cell division. To demonstrate that gfzf was the third killer gene, the researchers engineered female D. melanogaster flies to produce a type of RNA molecule that shuts down the D. simulans نسخة من gfzf. The team then bred the engineered females with male D. simulans flies. Some sons from these crosses inherited their mothers&rsquo ability to shut down the D. simulans نسخة من gfzf. These lucky males didn&rsquot die young, confirming the team&rsquos identification of gfzf.

Malik and colleagues determined that gfzf kills male offspring when they are starting to transform from larvae into adults. Only a small fraction of the cells in a larva produce all of the cells in an adult fly, and these larval cells need to divide rapidly. لكن، gfzf curtails cell reproduction in hybrid male offspring, preventing them from generating the new cells required to form an adult body.

&ldquoIt&rsquos so difficult to identify these genes&rdquo that produce reproductive isolation, says Malik. &ldquoI&rsquom hopeful that the strategy we identify in this paper will give us a bounty of genes in the future.&rdquo Malik adds that there&rsquos suggestive evidence that a fourth gene helps the two fly species remain reproductively isolated, and he and his colleagues have begun looking for it.


شاهد الفيديو: تصنيف السلالات البشرية حسب جينات Y-DNA وصلة العرب باليهود (ديسمبر 2022).