معلومة

طوافات بروتينية فوق طبقة ثنائية فسفوليبيدية

طوافات بروتينية فوق طبقة ثنائية فسفوليبيدية


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

هل يعرف أي منكم الاسم المحدد لأطواف البروتين التي تسمح للبروتينات بالطفو فوق طبقة مزدوجة من الدهون الفوسفورية (غشاء الخلية)؟ أشعر فقط أنه يجب أن يكون هناك اسم آخر بدلاً من مجرد "طوافة البروتين".


عادة ما تسمى هذه التجمعات من البروتينات ، والشحميات السكرية ، والكوليسترول طوافات دهنية. (يُظهر الباحث العلمي من Google 84000 نتيجة لهذا المصطلح ، مقابل 400 نتيجة لـ "طوافة البروتين".) فيما يلي رسم تخطيطي لطوافة دهنية:

(المفتاح: أ: الفضاء داخل الخلايا أو العصارة الخلوية ، ب: الفضاء خارج الخلية أو الحويصلة / تجويف جهاز جولجي. : تعديلات الارتباط بالجليكوزيل (على البروتينات السكرية والجليكوليبيدات). 6: البروتين المرتبط بـ GPI. 7: الكوليسترول. 8: الجليكوليبيد) [من ويكيميديا ​​كومنز]

كما يوضح هذا ، تطفو أطواف الدهون داخل طبقة ثنائية الغشاء الدهنية ، وليس "فوق" أو "فوق". الطوف هو جزء من الغشاء ، وليس شيئًا خارجه أو على جانب واحد منه. الطوافة حرة الحركة في البعدين المحيطين للغشاء.

يمكن للمرء أن يجادل بأن "طوافة البروتين" قد يكون اسمًا أفضل من "طوافة دهنية" لأننا نطلق على الطوافة المشتركة "طوافة خشبية" أو "طوافة من ورق البردي" ، لكننا لا نطلق عليها عادةً "طوفًا مائيًا". مهما كانت قيمة مثل هذه الحجة ، فإن مصطلح "طوافة الدهون" هو المصطلح قيد الاستخدام.


لا توجد طوافات بروتين "تطفو" فوق طبقة ثنائية. هناك بروتينات تدخل المجالات في طبقات ثنائية ، أو تمر عبرها ، أو ترتبط بمجموعات الرأس الدهنية. هناك أيضًا بروتينات أخرى ترتبط بهذه البروتينات.


بروتين الغشاء المحيطي

بروتينات الغشاء المحيطي هي بروتينات غشائية تلتصق مؤقتًا فقط بالغشاء البيولوجي الذي ترتبط به. ترتبط هذه البروتينات ببروتينات غشاء متكاملة ، أو تخترق المناطق المحيطية للطبقة الدهنية الثنائية. يمكن تعريف الوحدات الفرعية البروتينية التنظيمية للعديد من القنوات الأيونية ومستقبلات الغشاء ، على سبيل المثال ، على أنها بروتينات غشاء محيطي. على عكس بروتينات الغشاء المتكاملة ، تميل بروتينات الغشاء المحيطي إلى التجمع في المكون القابل للذوبان في الماء ، أو جزء منه ، لجميع البروتينات المستخرجة أثناء إجراء تنقية البروتين. تعتبر البروتينات ذات المراسي GPI استثناء لهذه القاعدة ويمكن أن يكون لها خصائص تنقية مماثلة لتلك الخاصة ببروتينات الغشاء المتكامل.

أظهر الارتباط العكسي للبروتينات بالأغشية البيولوجية أنه ينظم إشارات الخلية والعديد من الأحداث الخلوية المهمة الأخرى ، من خلال مجموعة متنوعة من الآليات. [1] على سبيل المثال ، قد يؤدي الارتباط الوثيق بين العديد من الإنزيمات والأغشية البيولوجية إلى تقريبها من الركيزة (الركائز) الدهنية. [2] ربط الغشاء قد يعزز أيضًا إعادة الترتيب أو التفكك أو التغييرات التوافقية داخل العديد من المجالات الهيكلية للبروتين ، مما يؤدي إلى تنشيط نشاطها البيولوجي. [3] [4] بالإضافة إلى ذلك ، يتم توطين العديد من البروتينات إما في الأسطح الداخلية أو الخارجية أو على وريقات من غشاءها المقيم. [5] وهذا يسهل تجميع المجمعات متعددة البروتينات عن طريق زيادة احتمال أي تفاعلات بروتينية - بروتينية مناسبة.


علم الأحياء الفصل 11

يتم فصل جميع الخلايا عن البيئة خارج الخلية بواسطة غشاء البلازما. يلعب غشاء الخلية هذا دورًا رئيسيًا في الاتصال الخلوي ، حيث يقدم إشارات تربط المعلومات حول حالة الخلية ، بما في ذلك صحتها النسبية. في الخلايا السليمة ، يكون توزيع الدهون الفسفورية في غشاء البلازما غير متماثل. تقتصر بعض الفسفوليبيدات ، مثل فوسفاتيديل كولين وسفينجوميلين ، على النصف غير الخلوي من غشاء البلازما ، في حين أن البعض الآخر مثل فوسفاتيديل سيرين وفوسفاتيديل إيثانولامين موجود فقط في الطبقة الأحادية العصارة الخلوية في الغشاء.

عندما لا تكون هناك حاجة للخلايا أو تتضرر بشكل لا يمكن إصلاحه ، يمكنها تنشيط شكل من أشكال موت الخلايا المبرمج يسمى موت الخلايا المبرمج. الخلية التي تخضع للاستماتة تدمر نفسها بنشاط من الداخل ، وتهضم البروتينات وتؤدي إلى تدهور الحمض النووي. كما يعرض إشارات توجه الخلايا البلعمية المنتشرة لتبتلع بقاياها.

تتضمن إحدى هذه الإشارات نقل فوسفاتيديل سيرين. تعرض خلية موت الخلايا المبرمج فسفاتيديل سيرين - الذي يقتصر عادةً على الطبقة الأحادية العصاري الخلوي لغشاء البلازما - على سطحه.

يتضمن هذا الانعكاس التلاعب بنشاط كل من flippases و scramblases في غشاء البلازما. أولاً ، يجب تنشيط سكرامبلاز الذي ينقل الفسفوليبيدات العشوائية من طبقة أحادية واحدة من غشاء البلازما إلى الأخرى. يؤدي هذا الخلط إلى توزيع فوسفاتيديل سيرين - الذي ترسب في البداية في الطبقة الأحادية العصاري الخلوي - على نصفي الطبقة الثنائية. في الوقت نفسه ، يجب تعطيل flippase الذي ينقل عادةً الفوسفاتيديل سيرين من الطبقة الأحادية خارج الخلية إلى الطبقة الأحادية العصاري الخلوي. تؤدي هذه الإجراءات معًا إلى تراكم الفوسفاتيديل سيرين بسرعة على سطح الخلية.

يؤدي تعزيز نشاط flippases إلى نقل phosphatidylserine بشكل انتقائي إلى النصف العصاري الخلوي من الغشاء. هذا التوزيع هو علامة على وجود خلية سليمة - وهو عكس ما يحدث عندما تخضع الخلايا لموت خلوي مبرمج.


1.2 ميزات الغشاء

البيئة الأصلية لبروتينات الغشاء ديناميكية وغير متماثلة ، وصفها سينجر ونيكلسون بأنها سائلة وفسيفساء في نموذج عام 1972 الذي أصبح نموذجًا لهيكل الغشاء (الشكل 1.1). 4 تشكل الدهون التي تتكون من مجموعات رأس قطبية وسلاسل أسيل غير قطبية طبقة ثنائية سائلة ثنائية الأبعاد (الشكل 1.2). تتنوع تركيبة الدهون ، حيث يتم توزيع معظم الدهون بشكل عشوائي في الطور الأكبر من الطبقة الثنائية بينما يتم توطين بعضها عن طريق تفاعلات محددة مع البروتينات و / أو الدهون الأخرى ، غالبًا في مناطق من الدهون المرتبة تسمى الأطواف (انظر أدناه).

في مرحلة اضطراب الدهون (Ld ، وتسمى أيضًا Lα) ، تنتج سيولة الطبقة الثنائية عن الحركة الثابتة والمتنوعة للدهون (الشكل 1.3). على الرغم من أن معدل الانتشار الجانبي في الطبقات الثنائية للدهون النقية سريع جدًا ، فإن الحركة المقاسة للدهون السائبة على سطح الخلايا تكون أبطأ بكثير. تم تفسير هذا الاختلاف من خلال تتبع الجسيم الفردي على سطح الخلايا التي تحتوي على الهياكل الخلوية: مسارات الجزيء الواحد سريعة داخل مناطق صغيرة ، حيث تكون محصورة حتى تقفز إلى منطقة متجاورة ، مما ينتج عنه تقدم عام أبطأ. 5

ينتج التوزيع الفسيفسائي لبروتينات الغشاء عن اختلافات واسعة في التنقل الجانبي ، من تلك التي تنتشر بسرعة على السطح إلى تلك التي يرتكزها الهيكل الخلوي. تعمل نسبة كبيرة من بروتينات الغشاء في تجمعات البروتين ، والتي لها أعمار متفاوتة. بعض مجمعات بروتينات الغشاء مستقرة جدًا ، مثل المجمعات التنفسية المشاركة في نقل الطاقة (انظر أدناه) ، بينما ينتج البعض الآخر عن تفاعلات عابرة مثل تلك التي تشارك في نقل الإشارة. لوحظت العديد من البروتينات المرتبطة بالدهون في أطواف غشائية غنية بالسفينجوميلين والكوليسترول في حالة (Lo) مرتبة الدهون (انظر الشكل 1.2). إن وجود أطواف متفاوتة الحجم (بأقطار من 10 إلى 200 نانومتر) ومدتها (من & لتر 1 مللي ثانية إلى فترات حياة مستقرة إلى حد ما) يعزز التوزيعات غير العشوائية والتفاعلات الديناميكية في الغشاء. 6 من المحتمل أن تؤدي التفاعلات الدهنية - الدهنية إلى تكوين الطوافة ، بالنظر إلى أنه حتى الخلائط الدهنية البسيطة تكشف عن عدم امتزاج السوائل (الشكل 1.4). تكون حلقات الهيدروكربون المنصهرة من الكوليسترول صلبة تقريبًا ، مما يسمح للستيرول بالتوافق مع الدهون التي تحتوي على سلاسل أسيل مشبعة ، وخاصة sphingomyelins ، وتعزيز التعبئة الضيقة لمرحلة Lo.


هيكل الغشاء ووظيفته

الأغشية حيوية لأنها تفصل الخلية عن العالم الخارجي. كما يقومون أيضًا بفصل مقصورات داخل الخلية لحماية العمليات والأحداث المهمة.

للأغشية الخلوية وظائف متنوعة في مناطق وعضيات الخلية المختلفة. ومع ذلك ، على المستوى المجهري الإلكتروني ، فإنهم يتشاركون في بنية مشتركة بعد خطوات تحضيرية روتينية. يوضح الشكل أعلاه غشاء "الوحدة" النموذجي. الذي يشبه مسار سكة حديد بخطين كثيفين يفصل بينهما مسافة واضحة. يوضح هذا الشكل في الواقع غشاءين بلازما متجاورين ، وكلاهما لهما بنية "غشاء الوحدة".

(الشكل أعلاه مأخوذ من Bloom and Fawcett ، كتاب علم الأنسجة ، Chapman and Hall ، NY ، الطبعة الثانية عشرة ، 1994 ، الشكل 1-2.)

للتحضير لهذا الجزء من المناقشة حول الأغشية ، اقرأ الصفحات 477-488 من النص الخاص بك

(ألبرتس وآخرون. البيولوجيا الجزيئية للخلية ، جارلاند للنشر ، نيويورك الطبعة الثالثة ، 1994.)

كيف استنتج علماء بيولوجيا الخلية الأوائل بنية الغشاء من الصور المجهرية الإلكترونية ومعرفة أن الأغشية عبارة عن معقدات بروتينية دهنية؟

لاحظ المادة البارزة من غشاء البلازما داخل وخارج الخلية. ما رأيك هذا؟ أيضًا ، يوجد خارج الخلية في النصف العلوي من الصورة. هل يمكنك العثور على حويصلة ذات هيكل غشاء وحدة؟

منظور تاريخي

في أوائل ثلاثينيات وأربعينيات القرن العشرين ، درس دانييلي ودافسون طبقات الدهون الثلاثية على سطح الماء. ووجدوا أنهم رتبوا أنفسهم مع توجيه الرؤوس القطبية للخارج. ومع ذلك ، فقد شكلوا دائمًا قطرات (زيت في الماء) وكان التوتر السطحي أعلى بكثير من توتر الخلايا. ومع ذلك ، إذا أضفت البروتينات ، فإن التوتر السطحي ينخفض ​​ويتم تسطيح الأغشية.

فيما يلي رسم تخطيطي لنموذجهم المبكر لغشاء الخلية.

ما هي وظائف الغشاء التي قد يسمح بها هذا النموذج؟

في الخمسينيات من القرن الماضي ، لاحظ روبرتسون بنية الأغشية التي شوهدت في الصور المجهرية الإلكترونية أعلاه. لم ير أي فراغات للمسام في الصور المجهرية الإلكترونية. افترض أن مظهر مسار السكة الحديد جاء من ارتباط رابع أكسيد الأوزميوم بالبروتينات والمجموعات القطبية للدهون.

ما الذي ينقص نموذج روبرتسون؟

في عام 1966 ، لاحظ لينارد وسينغر أن أكثر من 30٪ من بروتينات الغشاء ملتوية في لولب ألفا. هذا جعل من المحتمل وجود العديد من البروتينات الكروية.

هل يمكن بناء نموذج دافسون-دانييلي أو روبرتسون ببروتينات كروية؟ ماذا سيحدث لحجم الغشاء؟

علاوة على ذلك ، ماذا سيحدث إذا كشفت البروتينات ، وتعريض المجموعات غير القطبية (السلاسل الجانبية للأحماض الأمينية الكارهة للماء) للبيئة المائية؟

ما نوع الطاقة التي يجب على الخلية إنفاقها للحفاظ على البروتينات مسطحة في هذه الحالة؟

درس سنجر طبقات ثنائية الفسفوليبيد ووجد أنها يمكن أن تشكل سطحًا مفلطحًا على الماء ، دون الحاجة إلى طبقة بروتينية. جاءت نقطة التحول في النمذجة مع ظهور تقنيات كسر التجميد. يوضح هذا الشكل الجزء الداخلي من الغشاء و "النتوءات والأخاديد والتلال". تم العثور على هذه فيما بعد على أنها بروتينات.

ما هي الاستنتاجات التي يمكنك استخلاصها حول بنية الغشاء من الصورة إلى اليسار؟

الغشاء الأساسي هندسة معمارية سيكون الغرض من هذا العرض هو إظهار كيفية دراسة الأغشية بواسطة عالم الأحياء الخلوي. أولاً ، سننظر في بنية غشاء الوحدة الأساسية. تحتوي جميع الأغشية على البروتينات والدهون. ومع ذلك ، فإن نسبة كل منها تختلف باختلاف الغشاء. على سبيل المثال: يحتوي الميالين ، الذي يعزل الألياف العصبية ، على 18٪ بروتين و 76٪ دهون. يوجد صورة مجهرية إلكترونية للميلين على اليمين ، ويحتوي الغشاء الداخلي للميتوكوندريا على 76٪ بروتين و 24٪ دهون فقط. تحتوي أغشية البلازما لخلايا الدم الحمراء البشرية وكبد الفأر على كميات متساوية تقريبًا من البروتينات (44 ، 49٪ على التوالي) والدهون (43 ، 52٪ على التوالي). بالنظر إلى ما تعرفه بالفعل عن هذه الخلايا أو العضيات ، ما أهمية هذه النسب المختلفة من الدهون والبروتينات؟

كما قلنا أعلاه ، فإن بنية الغشاء هي طبقة ثنائية الدهون. الدهون هي amphipathic لأنها تحتوي على رؤوس قطبية محبة للماء تشير إلى الخارج والجزء الكارثي للماء يشكل القلب.

بالإضافة إلى هذا الشكل ، تحقق من النص الخاص بك (Alberts et al ، Molecular Biology of the Cell ، الطبعة الثالثة ، Garland Publishing ، NY 1994) في الصفحة 55 للحصول على رسم كاريكاتوري لطبقة دهنية ثنائية مكونة من الدهون الفوسفورية والجليكوليبيد. هذه الأشكال مأخوذة من النص الخاص بك ، الشكل 10-1 ، الصفحة 477. البروتينات مضمنة في الطبقة الثنائية. قد تمر عبر الطبقة الثنائية (كبروتينات الغشاء) ، أو قد يتم إدخالها في السيتوبلازم أو الوجه الخارجي.

يظهر مقطع عرضي للطبقة الثنائية في هذا الشكل. كما سنرى بمزيد من التفصيل أدناه ، فإن جزيئات الدهون لها رأس كروي (قطبي) ومنطقة مستقيمة (غير قطبية). كل صف من الدهون هو نشرة. لذلك ، يتكون غشاء البلازما من وريقتين مع المناطق غير القطبية التي تشير إلى الداخل.

لنفكك الغشاء ونفحص كل مكون من مكوناته. أحد الأنواع الرئيسية للدهون في الغشاء تشمل الفوسفوليبيد. هذه لها مجموعة رأس قطبية وذيلان هيدروكربونيان. يظهر مثال على فوسفوليبيد في هذا الشكل (يمين). المنطقة العليا التي تبدأ بـ NH3 هي المجموعة القطبية. وهو متصل بواسطة الجلسرين بذيول من الأحماض الدهنية. أحد الذيلان عبارة عن سلسلة من الأحماض الدهنية المستقيمة (مشبعة). الآخر لديه شبك في الذيل بسبب رابطة مزدوجة رابطة الدول المستقلة (غير مشبعة). يؤثر هذا الالتواء على التعبئة والحركة في المستوى الجانبي للغشاء. تم تعديل الشكل الموجود على اليسار من

ألبرتس وآخرون. البيولوجيا الجزيئية للخلية ، جارلاند للنشر ، نيويورك ، 1994 ، الطبعة الثالثة ، الشكل 10-10.

الرقم أدناه من Wolfe S.L. ، البيولوجيا الجزيئية والخلوية ، شركة Wadsworth Publishing Company ، 1993 ، ص 155.

يوضح الشكل الموجود في هذه الفقرة كيف يتم تجميع الدهون الفسفورية معًا في المنشورين في الغشاء. إن وجود الرابطة المزدوجة لرابطة الدول المستقلة يمنع التغليف المحكم ويجعل من الصعب تجميد الطبقة الثنائية. الرقم المعدل من

ألبرتس وآخرون. البيولوجيا الجزيئية للخلية ، جارلاند للنشر ، نيويورك ، 1994 ، الطبعة الثالثة ، الشكل 10-7.

تعطي الطبقة الدهنية الثنائية الأغشية خصائصها السائلة. يوضح الرسم الكرتوني التالي تأثير درجة الحرارة على تعبئة الهيدروكربونات. لاحظ أن درجات الحرارة المنخفضة ، تكون الطبقة الثنائية في حالة هلامية ومعبأة بإحكام. في درجات حرارة (الجسم) المرتفعة ، "تذوب" الطبقة الثنائية بالفعل ويكون الجزء الداخلي سائلًا مما يسمح لجزيئات الدهون بالتحرك والدوران وتبادل الأماكن. وهذا يسمح أيضًا بحركة المكونات الأخرى للغشاء. والشكل أدناه مأخوذ من Wolfe S.L. ، البيولوجيا الجزيئية والخلوية ، شركة Wadsworth Publishing Company ، 1993.

كوليسترول الغشاء

نوع آخر من الدهون في الغشاء هو الكوليسترول. قد تختلف كمية الكوليسترول باختلاف نوع الغشاء. تحتوي أغشية البلازما على كوليسترول واحد تقريبًا لكل جزيء فوسفوليبيد. لا تحتوي الأغشية الأخرى (مثل تلك الموجودة حول البكتيريا) على الكوليسترول. يوضح الشكل التالي بنية الستيرويد للكوليسترول. المناطق غير القطبية والقطبية موضحة أيضًا في ب) (الشكل معدل من

ألبرتس وآخرون. البيولوجيا الجزيئية للخلية ، جارلاند للنشر ، نيويورك ، 1994 ، الطبعة الثالثة ، الشكل 10-8.

يدخل جزيء الكوليسترول نفسه في الغشاء بنفس اتجاه جزيئات الفوسفوليبيد. تظهر الأرقام جزيئات الفسفوليبيد مع جزيء الكوليسترول في المنتصف. لاحظ أن الرأس القطبي للكوليسترول يتماشى مع الرأس القطبي للفوسفوليبيدات. الرقم المعدل من

ألبرتس وآخرون. البيولوجيا الجزيئية للخلية ، Garland Publishing ، NY ، 1994 ، الطبعة الثالثة ، الشكل 10-9 أو

Wolfe S.L.، Molecular and Cellular Biology، Wadsworth Publishing Company، 1993 (Figurebelow).

جزيئات الكوليسترول لها وظائف عديدة في الغشاء:

  • إنها تثبّت المجموعات الهيدروكربونية القليلة الأولى من جزيئات الفسفوليبيد. هذا يجعل الطبقة الدهنية الثنائية أقل قابلية للتشوه ويقلل من نفاذية الجزيئات الصغيرة القابلة للذوبان في الماء. بدون الكوليسترول (كما هو الحال في البكتيريا) ، ستحتاج الخلية إلى جدار خلوي.
  • يمنع الكوليسترول تبلور الهيدروكربونات وتحولات الطور في الغشاء.

غشاء جليكوليبيدات

الجليكوليبيدات هي أيضًا أحد مكونات الأغشية. في هذا الشكل ، يتم عرضها كمجموعات سكر زرقاء متجهة إلى الفضاء خارج الخلية. قد تتجمع في الغشاء. قد تكون هذه المكونات من الغشاء واقية ، وعوازل ، ومواقع ارتباط المستقبلات. من بين الجزيئات المرتبطة بالجليكوسفينجوليبيدات السموم الخلوية مثل سموم الكوليرا والتيتانوس. يوضح الشكل السفلي التركيب الكيميائي لمثالين من الدهون السكرية.

الشكل العلوي معدّل من Alberts et al. البيولوجيا الجزيئية للخلية ، جارلاند للنشر ، نيويورك ، 1994 ، الطبعة الثالثة ، الشكل 10-11.

تشكيل "Microdomains"

تعمل الدهون السفينجوليبيدية والكوليسترول معًا للمساعدة في تجميع البروتينات في منطقة تسمى "النطاق الصغير". وهي تعمل كـ "طوافات" أو منصات لربط البروتينات حيث يتم تحريك الأغشية حول الخلية وأيضًا أثناء نقل الإشارة. لمزيد من المعلومات حول الطوافات و "المجالات الصغيرة" انظر: Simons and Ikonen، Nature 387: 569، 1997. أيضًا ، R.E. براون ، ج.سيل ساينس 111: 1-9 ، 1998

بروتينات الغشاء

أثناء دراستك للعضيات المختلفة ، ستتعرف على بروتينات الغشاء المهمة التي تعمل لتلك العضيات المعينة.

البروتينات عبر الغشاء هي amphipathic ، حيث أنها تحتوي على مناطق كارهة للماء ومحبة للماء التي يتم توجيهها في نفس المناطق في طبقة ثنائية الدهون. اسم آخر لهم هو "البروتينات المتكاملة". يمكن ربط أنواع أخرى من البروتينات فقط على السطح السيتوبلازمي (عن طريق الارتباط بسلسلة الأحماض الدهنية) ، أو على سطح الخلية الخارجي ، المتصل بقليل السكاريد. أو قد ترتبط هذه البروتينات غير الغشائية ببروتينات غشائية أخرى. مجتمعة تسمى هذه "بروتينات الغشاء المحيطي".

سنقوم بدراسة بروتينات غشائية معينة في محاضرات لاحقة (القنوات الأيونية ، البروتينات في الشبكة الإندوبلازمية ، إلخ). لذلك ، لن يقضي هذا العرض الكثير من الوقت عليهم. راجع الصفحات 486 و 487 في النص الخاص بك للحصول على معلومات حول إدخال بروتينات الغشاء. تسمى البروتينات التي يتم إدخالها مرة واحدة عبر الغشاء "بروتينات الغشاء أحادية المرور". وتسمى تلك التي تمر عدة مرات "بروتينات الغشاء متعدد الكتلة". إنهم يشكلون حلقات خارج الغشاء لاحقًا سيقضي المحاضرون وقتًا أطول في هذا الأمر مع إدخال البروتينات الرئيسية.


تنقل البروتينات الغشائية

البروتينات الغشائية والدهون الفوسفورية غير قادرة على التحرك ذهابًا وإيابًا بين الوريقات الداخلية والخارجية للغشاء بمعدل ملموس. ومع ذلك ، نظرًا لإدخالها في طبقة ثنائية للدهون السائلة ، يمكن للبروتينات والدهون أن تنتشر أفقياً عبر الغشاء. ظهرت هذه الحركة الجانبية لأول مرة مباشرة في تجربة أبلغ عنها لاري فراي ومايكل إيدين في عام 1970 ، والتي قدمت الدعم لنموذج الفسيفساء المائع. دمج Frye و Edidin الخلايا البشرية والفأرية في الثقافة لإنتاج خلايا هجينة من خلايا الإنسان والفأر (الشكل 12.11). ثم قاموا بتحليل توزيع البروتينات في أغشية هذه الخلايا الهجينة باستخدام أجسام مضادة تتعرف بشكل خاص على البروتينات من الإنسان والفأر. تم تمييز هذه الأجسام المضادة بأصباغ فلورية مختلفة ، لذلك يمكن تمييز بروتينات الإنسان والفأر عن طريق الفحص المجهري الفلوري. مباشرة بعد الاندماج ، تم توطين بروتينات الإنسان والفأر في أنصاف مختلفة من الخلايا الهجينة. ومع ذلك ، بعد فترة وجيزة من الحضانة عند 37 & # x000b0 درجة مئوية ، اختلطت بروتينات الإنسان والفأر تمامًا فوق سطح الخلية ، مما يشير إلى أنها تتحرك بحرية عبر غشاء البلازما.

الشكل 12.11

تنقل بروتينات الغشاء. تم دمج الخلايا البشرية والفأرية لإنتاج خلايا هجينة. ثم تم تحليل توزيع بروتينات سطح الخلية باستخدام أجسام مضادة للإنسان ومضادة للفأر مُصنَّفة بأصباغ فلورية مختلفة (أحمر وأخضر ، على التوالي). (أكثر. )

ومع ذلك ، ليست كل البروتينات قادرة على الانتشار بحرية عبر الغشاء. في بعض الحالات ، يتم تقييد حركة بروتينات الغشاء من خلال ارتباطها بالهيكل الخلوي. على سبيل المثال ، يتم تجميد جزء من النطاق 3 في غشاء خلايا الدم الحمراء نتيجة ارتباطه بالأنكيرين والإسبكترين. في حالات أخرى ، قد يتم تقييد حركة البروتينات الغشائية من خلال ارتباطها ببروتينات الغشاء الأخرى ، أو بالبروتينات الموجودة على سطح الخلايا المجاورة ، أو مع المصفوفة خارج الخلية.

على عكس خلايا الدم ، يتم استقطاب الخلايا الظهارية عندما يتم تنظيمها في الأنسجة ، مع أجزاء مختلفة من الخلية مسؤولة عن أداء وظائف متميزة. وبالتالي ، يتم تقسيم أغشية البلازما للعديد من الخلايا الظهارية إلى أغشية متميزة قمي والمجالات القاعدية التي تختلف في الوظيفة وتكوين البروتين (الشكل 12.12). على سبيل المثال ، تعمل الخلايا الظهارية للأمعاء الدقيقة على امتصاص العناصر الغذائية من الجهاز الهضمي. وبالتالي ، فإن السطح القمي لهذه الخلايا ، الذي يواجه تجويف الأمعاء ، مغطى بالميكروفيلي ومتخصص في امتصاص العناصر الغذائية. السطح الجانبي القاعدي ، الذي يواجه النسيج الضام الأساسي وإمدادات الدم ، متخصص للتوسط في نقل العناصر الغذائية الممتصة إلى الدورة الدموية. من أجل الحفاظ على هذه الوظائف المميزة ، يجب أن تقتصر حركة بروتينات غشاء البلازما على المجالات المناسبة لسطح الخلية. يتضمن جزء على الأقل من الآلية التي يحدث بها ذلك تكوين تقاطعات ضيقة (ستتم مناقشتها لاحقًا في هذا الفصل) بين الخلايا المجاورة للظهارة. لا تقوم هذه الوصلات بسد الفراغ بين الخلايا فحسب ، بل تعمل أيضًا كحواجز أمام حركة دهون الغشاء والبروتينات. نتيجة لذلك ، تكون البروتينات قادرة على الانتشار داخل المجالات القمية أو الجانبية القاعدية لغشاء البلازما ولكنها غير قادرة على العبور من مجال إلى آخر.

الشكل 12.12

خلية طلائية معوية مستقطبة. يحتوي السطح القمي للخلية على ميكروفيلي وهو متخصص في امتصاص العناصر الغذائية من تجويف الأمعاء. السطح القاعدي مخصص لنقل العناصر الغذائية الممتصة إلى الجزء السفلي (المزيد).


طوافات دهنية

حتى داخل الخلية الواحدة ، يختلف تكوين غشاء البلازما عن تكوين العضيات داخل الخلايا. يوجد حتى عدم تجانس داخل الغشاء نفسه - لا يتم توزيع الدهون بشكل عشوائي في الغشاء. تم تحديد البحث على مدى العقدين الماضيين "أطواف" الدهون التي تبدو محددة لتضمين بروتينات معينة. نظرًا لأنها دهون غير مثبتة ، يمكن أن تتحرك الطوافات بشكل جانبي داخل الغشاء ، تمامًا مثل معظم جزيئات الدهون الفردية. أخيرًا ، هناك نسب مختلفة للدهون بين طبقتين من الطبقة الثنائية. سيكون للوجه السيتوبلازمي لكل غشاء روابط ووظائف مختلفة عن الوجه خارج الخلية.

بشكل عام ، تعتبر الأطواف مناطق صغيرة من الدهون المرتبة داخل غشاء أكبر غير موجه. غالبًا ما تتشكل أطواف الدهون بالاقتران مع بروتينات غشائية معينة مع استبعاد الآخرين. عادةً ما يكون للبروتينات المتضمنة وظائف مرتبطة بالإشارات ، ويقترح أحد النماذج أن هذه البروتينات قد توجه تنظيم الدهون المختارة حولها بدلاً من العكس.

على الرغم من أن بعض الفسفوليبيدات ترتبط ارتباطًا مباشرًا بالبروتينات والهيكل الخلوي ، إلا أن معظمها ليس كذلك. لذلك فهي أحرار في التحرك داخل مستوى طبقتها من الطبقة الثنائية.

يوجد الكوليسترول أيضًا بكثرة في الهياكل الغشائية التي تسمى أطواف الدهون. الأطواف الدهنية عبارة عن هياكل منظمة داخل الغشاء ، وتحتوي عادةً على جزيئات إشارات وبروتينات غشاء متكاملة أخرى (الشكل 6-15). تؤثر الأطواف الدهنية على سيولة الغشاء ، والنقل العصبي ، وتهريب المستقبلات وبروتينات الغشاء.

الشكل 6-15: طوف من الدهون. 1 = غشاء غير طوف ، 2 = طوافة دهنية ، 3 = بروتين غشاء مرتبط بطوافة دهنية ، 4 = بروتين غشاء غير طوف ، 5 = تعديلات على الارتباط بالجليكوزيل (على البروتينات السكرية والجليكوليبيدات) ، 6 = بروتين مرتبط بـ GPI ، 7 = كوليسترول و 8 = جليكوليبيد. لاحظ أن طوافة الدهون عبارة عن مجموعة من الجزيئات المختلفة (الدهون والبروتينات) التي تتحرك كوحدة عبر الغشاء. لاحظ أن جانب الطوافة الذي يشير خارج الخلية (الموقع ب) يحتوي على مكونات ضرورية لوظيفته. في هذا المثال ، ستعمل الفسفوليبيدات والبروتينات الغليكوزيلية معًا لغرض خلوي محدد.


Singer، S.J & amp Nicolson، G.L. نموذج الفسيفساء المائع لهيكل أغشية الخلايا. علم 175, 720–731 (1972).

van Meer، G. حركة الدهون في الخلايا الحيوانية. Annu. القس خلية بيول. 5, 247–275 (1989).

Kusumi، A. & amp Sako، Y. تنظيم سطح الخلية بواسطة الهيكل العظمي للغشاء. بالعملة. رأي. خلية بيول. 8, 566–574 (1996).

Rodriguez-Boulan، E. & amp Nelson، W.J. Morphogenesis من النمط الظاهري للخلية الظهارية المستقطبة. علم 245, 718–725 (1989).

Simons، K. & amp van Meer، G. فرز الدهون في الخلايا الظهارية. الكيمياء الحيوية 27, 6197–6202 (1988).

فان هيلفورت ، إيه وآخرون. MDR1 P-glycoprotein هو عبارة عن ناقلة دهنية ذات خصوصية واسعة ، بينما يقوم M P-glycoprotein على وجه التحديد بنقل فسفاتيديل كولين. زنزانة 87, 507–518 (1996).

Brown، D. & amp Rose، J. فرز البروتينات المرتبطة بـ GPI إلى المجالات الفرعية الغشائية المخصبة بالجليكوليبيد أثناء النقل إلى سطح الخلية القمي. زنزانة 68, 533–544 (1992).

Parton ، R.G.Caveolae و caveolins. بالعملة. رأي. خلية بيول. 8, 542–548 (1996).

تران ، دي جيه ، كاربينتييه ، جيه إل ، ساوانو ، إف ، جوردن ، بي آند أمبير أورسي ، إل. ليجاندز التي تم استيعابها من خلال غزوات مغلفة أو غير مغلفة تتبع مسارًا مشتركًا داخل الخلايا. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 84, 7957–7961 (1987).

Rothberg ، K.G ، Ying ، Y. S. ، Kamen ، B. A. & amp Anderson ، R.GW Cholesterol يتحكم في تجميع مستقبلات الغشاء المرتبط بالجليكوفوسفوليبيد لـ 5-methyltetrahydrofolate. J. خلية بيول. 111, 2931–2938 (1990).

Ghitescu، L.، Fixman، A.، Simionescu، M. & amp Simionescu، N. مواقع ربط محددة للألبومين تقتصر على الحويصلات البلازمية للبطانة الشعرية المستمرة: ترانزيت الخلايا بوساطة مستقبلات. J. خلية بيول. 102, 1304–1311 (1986).

Dupree، P.، Parton، R.G، Raposo، G.، Kurzchalia، T. V. & amp Simons، K. Caveolae and Sorting in the عبر- شبكة جولجي من الخلايا الظهارية. EMBO J. 12, 1597–1605 (1993).

Morrow، M.R، Singh، D.، Lu، D. & amp Grant، C.WM ترتيب الأحماض الدهنية الجليكوسفينجوليبيد في طبقات ثنائية الفوسفوليبيد: تأثيرات الكوليسترول. فيزياء حيوية J. 68, 179–186 (1995).

Boggs، J.M & amp Koshy، K.M. بيوكيم. بيوفيز. اكتا 1189, 233–241 (1994).

Parton، R.G & amp Simons، K. Digging into caveolae. علم 269, 1398–1399 (1995).

Schroeder، R.، London، E. & amp Brown، D. التفاعلات بين سلاسل الأسيل المشبعة تمنح مقاومة المنظفات للدهون والبروتينات المرتبطة بالجليكوزيل فوسفاتيديلينوسيتول (GPI): تظهر البروتينات المرتبطة بـ GPI في الجسيمات الشحمية والخلايا سلوكًا مشابهًا. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 91, 12130–12134 (1994).

Skibbens ، J. E. ، Roth ، M.G & amp Matlin ، K. S. الاستخراج التفاضلي لفيروس الأنفلونزا هيماجلوتينين أثناء النقل داخل الخلايا في الخلايا الظهارية المستقطبة والخلايا الليفية غير القطبية. J. خلية بيول. 108, 821–832 (1989).

Sargiacomo ، M. ، Sudol ، M. ، Tang ، Z. & amp Lisanti ، M. P. جزيئات تحويل الإشارة والبروتينات المرتبطة بـ GPI من مركب غني بالكافولين غير قابل للذوبان في خلايا MDCK. J. خلية بيول. 122, 789–807 (1993).

Fra ، A.M ، Williamson ، E. ، Simons ، K. & amp Parton ، R.G. النطاقات الدقيقة المنظفات غير القابلة للذوبان في الخلايا الليمفاوية في غياب الكهوف. J. بيول. تشيم. 269, 30745–30748 (1994).

Danielsen ، E.M. Atransferrin-like GPI-المرتبط بالبروتين المرتبط بالحديد في النطاقات الدقيقة غير الكهفية غير القابلة للذوبان في المنظفات على السطح القمي للخلايا الظهارية المعوية الجنينية. الكيمياء الحيوية 34, 1596–1605 (1995).

كيسي ، P. J. شحم البروتين في إشارات الخلية. علم 268, 221–225 (1995).

Cerneus، D. P.، Ueffing، E.، Posthuma، G.، Strous، G. J. & amp van der Ende، A. المنظفات عدم ذوبان الفوسفاتيز القلوي أثناء النقل الحيوي والتطعيم. دور الكوليسترول. J. بيول. تشيم. 268, 3150–3155 (1993).

Hanada، K.، Nishijima، M.، Akamatsu، Y. & amp Pagano، R.E كلاهما سفينجوليبيدات والكوليسترول يشاركان في عدم ذوبان المنظف للفوسفاتيز القلوي ، وهو بروتين مرتبط بالجليكوزيل-فوسفاتيديلينوسيتول في خلايا الثدييات. J. بيول. تشيم. 270, 6254–6260 (1995).

Hannan، L.A & amp Edidin، M. بروتين مرتبط بالجليكوزيل فوسفاتيدينوزيتول بعد حرمان LDL من خلايا MDCK. J. خلية بيول. 133, 1265–1276 (1996).

Kundu، A.، Avalos، R. T.، Sanderson، C.M & amp Nayak، D.P. نطاق الغشاء لفيروس الإنفلونزا نورامينيداز ، وهو بروتين من النوع الثاني ، يمتلك إشارة فرز قمي في خلايا MDCK المستقطبة. J. فيرول. 70, 6508–6515 (1996).

موراتا ، م وآخرون. VIP21-caveolin هو بروتين مرتبط بالكوليسترول. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 92, 10339–10343 (1995).

Lisanti ، M. P. ، Sargiacomo ، M. ، Graeve ، L. ، Saltiel ، A. & amp Rodriguez-Boulan ، E. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 85, 9557–9561 (1989).

Scheiffele، P.، Peränen، J. & amp Simons، K. ن-جليكانات كإشارات فرز قمي في الخلايا الظهارية. طبيعة سجية 378, 96–98 (1995).

Fiedler، K.، Parton، R.G، Kellner، R.، Etzold، T. & amp Simons، K. VIP36 ، وهو مكون جديد من أطواف الجليكوليبيد والحويصلات الحاملة الخارجية في الخلايا الظهارية. EMBO J. 13, 1729–1740 (1994).

المادة ، K. & amp Mellman ، I. آليات قطبية الخلية: الفرز والنقل في الخلايا الظهارية. بالعملة. رأي. زنزانة. بيول. 6, 545–554 (1994).

Ikonen و E. و Tagaya و M. و Ullrich و O. و Montecucco و C. & amp Simons و K. زنزانة 81, 1–20 (1995).

Rothman، J. E. & amp Wieland، F. T. فرز البروتين بواسطة حويصلات النقل. علم 272, 227–234 (1996).

Müsch ، A. ، Xu ، H. ، Shield ، D. & amp Rodriguez-Boulan ، E. يتم نقل إشارة فيروس التهاب الفم الحويصلي G البروتين إلى سطح الخلية في الخلايا المستقطبة وغير المستقطبة. J. خلية بيول. 133, 543–558 (1996).

Yoshimori ، T. ، Keller ، P. ، Roth ، M.G & amp Simons ، K. طرق نقل تخليق حيوي مختلفة إلى غشاء البلازما في خلايا BHK و CHO. J. خلية بيول. 133, 247–256 (1996).

Danielsen، E. M. & amp van Deurs، B. إشراك مجمعات المنظفات غير القابلة للذوبان في النقل داخل الخلايا لإنزيمات حدود الفرشاة المعوية. J. خلية بيول. 131, 939–950 (1995).

Schnitzer، J. E.، Oh، P.، Pinney، E. & amp Allard، J. J. خلية بيول. 127, 1217–1232 (1994).

أندرسون ، R. علم 255, 410–411 (1992).

Anderson، H. A.، Chen، Y. & amp Norkin، L.C.Bound simian virus 40 ينتقل إلى مجالات غشاء مخصب بالكافولين ، ويتم منع دخوله بواسطة الأدوية التي تعطل الكهوف بشكل انتقائي. مول. بيول. زنزانة 7, 1825–1834 (1996).

ديكيرت ، م وآخرون. الالتقام الخلوي للبروتينات المرتبطة بـ GPI في الخلايا الليمفاوية البشرية: دور المجالات القائمة على الجليكوليبيد ، والهيكل الخلوي الأكتين ، وكينازات البروتين. J. خلية بيول. 133, 791–799 (1996).

Mostov، K. E.، Apodaca، G.، Aroeti، B. & amp Okamoto، C. فرز بروتين غشاء البلازما في الخلايا الظهارية المستقطبة. J. خلية بيول. 116, 577–583 (1992).

سيمونز ، ك وآخرون. التولد الحيوي لقطبية سطح الخلية في الخلايا الظهارية والخلايا العصبية. كولد سبرينج هاربور سيمب. كمية. بيول. السابع والخمسون, 611–619 (1992).

فايفر ، S. E. ، Warrington ، A. E. & amp Bansal ، R. الخلايا الدبقية قليلة التغصن وعملياتها الخلوية العديدة. اتجاهات خلية بيول. 3, 191–197 (1993).

Peränen، J.، Auvinen، P.، Virta، H.، Wepf، R. & amp Simons، K. Rab8 يعزز نقل الغشاء المستقطب من خلال إعادة تنظيم الأكتين والأنابيب الدقيقة في الأرومات الليفية. J. خلية بيول. 135, 153–167 (1996).

أندرسون ، آر جي دبليو كيفولاي: حيث يلتقي الرسل القادمون والصادرون. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 90, 10909–10913 (1993).

ليسانتي ، م.ب ، شيرير ، ب.إ. ، تانج ، زد. اتجاهات خلية بيول. 4, 231–235 (1994).

Parpal، S.، Gustavsson، J. & amp Strålfors، P. عزل phosphooligosaccharide / phosphoinositol glycan من الكهوف والعصارة الخلوية للخلايا المحفزة بالأنسولين. J. خلية بيول. 131, 125–135 (1995).

لي ، إس وآخرون. دليل على وجود تفاعل منظم بين بروتينات G غير المتجانسة والكافولين. J. بيول. تشيم. 270, 15693–15701 (1995).

سونج ، ك.س وآخرون. التنقية المشتركة و interaciton المباشر لـ Ras مع caveolin ، وهو بروتين غشائي متكامل من caveolae microdomains. J. بيول. تشيم. 271, 9690–9697 (1996).

Mineo ، C. ، James ، G.L ، Smart ، E.J & amp Anderson ، R.G. توطين تفاعل عامل نمو البشرة المحفز Ras / Raf-1 مع غشاء الكهوف. J. بيول. تشيم. 217, 11930–11935 (1996).

Hope, H. R. & Pike, L. J. Phosphoinositides and phosphoinositide-utilizing enzymes in detergent-insoluble lipid domains. مول. بيول. زنزانة 7, 843–851 (1996).

Linardic, C. M. & Hannun, Y. A. Identification of a distinct pool of sphingomyelin involved in the sphingomyelin cycle. J. بيول. تشيم. 269, 23530–23537 (1994).

Liu, P. & Anderson, R. G. W. Compartmentalized production of ceramide at the cell surface. J. بيول. تشيم. 270, 27179–27185 (1995).

Mayor, S., Rothberg, K. G. & Maxfield, F. R. Sequestration of GPI-anchored proteins in caveolae triggered by cross-linking. علم 264, 1948–1951 (1994).

Nykjaer, A. et al. Regions involved in binding of urokinase-type-1 inhibitor complex and pro-urokinase to the endocytic α2-macroglobulin receptor/low density lipoprotein receptor-related protein. J. بيول. تشيم. 269, 25668–25676 (1994).

Field, K. A., Holowka, D. & Baird, B. FcεRI-mediated recruitment of p53/56 lyn to detergent-resistant membrane domains accompanies cellular signaling. بروك. Natl Acad. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 92, 9201–9205 (1995).

Klein, U., Gimpl, G. & Fahrenholz, F. Alteration of myometrial plasma membrane cholesterol content with β-cyclodextrin modulates the binding affinity of the oxytocin receptor. الكيمياء الحيوية 34, 13784–13793 (1995).

Mutoh, T., Tokuda, A., Miyadai, T., Hamaguchi, M. & Fujiki, N. Ganglioside GM1 binds to the Trk protein and regulates receptor function. بروك. Natl Acad. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 92, 5087–5091 (1995).

Bretscher, M. S. & Munro, S. Cholesterol and the Golgi apparatus. علم 261, 1280–1281 (1993).

Rock, P., Allietta, M., Young, W. W. J, Thompson, T. E. & Tillack, T. W. Organization of glycosphingolipids in phosphatidylcholine bilayers: use of antibody molecules and Fab fragments as morphologic markers. الكيمياء الحيوية 29, 8484–8490 (1990).

Spiegel, S., Kassis, S., Wilchek, M. & Fishman, P. H. Direct visualization of redistribution and cappiang of fluorescent gangliosides on lymphocytes. J. خلية بيول. 99, 1575–1581 (1984).

Boggs, J. M. Lipid intermolecular hydrogen bonding: influence on structural organization and membrane function. بيوكيم. بيوفيز. اكتا 906, 353–404 (1987).

Smaby, J. M., Momsen, M., Kulkarni, V. S. & Brown, R. E. Cholesterol-induced interfacial area condensations of galactosylceramides and sphingomyelins with identical acyl chains. الكيمياء الحيوية 35, 5696–5704 (1996).

Silvius, J. R. Cholesterol modulation of lipid intermixing in phospholipid and glycosphingolipid mixtures. Evaluation using fluorescent lipid probes and brominated lipid quenchers. الكيمياء الحيوية 31, 3398–3408 (1992).

Sankaram, M. B. & Thompson, T. E. Interaction of cholesterol with various glycerophospholipids and sphingomyelin. الكيمياء الحيوية 29, 10670–10675 (1990).

Neuringer, L. J., Sears, B. & Jungalwala, F. B. Deuterium NMR studies of cerebroside-phospholipid bilayers. بيوكيم. بيوفيز. اكتا 558, 325–329 (1979).

Chong, P.-L. Evidence for regular distribution of sterols in liquid crystalline phosphatidylcholine bilayers. بروك. Natl Acad. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 91, 10069–10073 (1994).

Fiedler, K., Lafont, F., Parton, R. G. & Simons, K. Annexin XIIIb: A novel epithelial specific annexin is implicated in vesicular traffic to the apical plasma membrane. J. خلية بيول. 128, 1043–1053 (1995).


The structural role of cholesterol in cell membranes: from condensed bilayers to lipid rafts

CONSPECTUS: Defining the two-dimensional structure of cell membranes represents one of the most daunting challenges currently facing chemists, biochemists, and biophysicists. In particular, the time-averaged lateral organization of the lipids and proteins that make up these natural enclosures has yet to be established. As the classic Singer-Nicolson model of cell membranes has evolved over the past 40 years, special attention has focused on the structural role played by cholesterol, a key component that represents ca. 30% of the total lipids that are present. Despite extensive studies with model membranes, two fundamental issues have remained a mystery: (i) the mechanism by which cholesterol condenses low-melting lipids by uncoiling their acyl chains and (ii) the thermodynamics of the interaction between cholesterol and high- and low-melting lipids. The latter bears directly on one of the most popular notions in modern cell biology, that is, the lipid raft hypothesis, whereby cholesterol is thought to combine with high-melting lipids to form "lipid rafts" that float in a "sea" of low-melting lipids. In this Account, we first describe a chemical approach that we have developed in our laboratories that has allowed us to quantify the interactions between exchangeable mimics of cholesterol and low- and high-melting lipids in model membranes. In essence, this "nearest-neighbor recognition" (NNR) method involves the synthesis of dimeric forms of these lipids that contain a disulfide moiety as a linker. By means of thiolate-disulfide interchange reactions, equilibrium mixtures of dimers are then formed. These exchange reactions are initiated either by adding dithiothreitol to a liposomal dispersion to generate a small amount of thiol monomer or by including a small amount of thiol monomer in the liposomes at pH 5.0 and then raising the pH to 7.4. We then show how such NNR measurements have allowed us to distinguish between two very different mechanisms that have been proposed for cholesterol's condensing effect: (i) an umbrella mechanism in which the acyl chains and cholesterol become more tightly packed as cholesterol content increases because they share limited space under phospholipid headgroups and (ii) a template mechanism whereby cholesterol functions as a planar hydrophobic template at the membrane surface, thereby maximizing hydrophobic interactions and the hydrophobic effect. Specifically, our NNR experiments rule out the umbrella mechanism and provide strong support for the template mechanism. Similar NNR measurements have also allowed us to address the question of whether the interactions between low-melting kinked phospholipids and cholesterol can play a significant role in the formation of lipid rafts. Specifically, these NNR measurements have led to our discovery of a new physical principle in the lipids and membranes area that must be operating in biological membranes, that is, a "push-pull" mechanism, whereby cholesterol is pushed away from low-melting phospholipids and pulled toward high-melting lipids. Thus, to the extent that lipid rafts play a role in the functioning of cell membranes, low-melting phospholipids must be active participants.


مناقشة

Plasma membranes (PMs) were isolated from trout using a combination of differential and density gradient centrifugation. The fraction obtained by this method has been previously characterized. It comprised 1.2–1.6% of the total cell protein, regardless of acclimation group. The apical domain marker 5′ nucleotidase was enriched by a factor of 11.14±2.03(20°C acclimated trout) and 10.96±1.51 (5°C trout) while the basolateral domain marker Na + /K + -ATPase was enriched by a factor of 38.64±9.26 (20°C trout) and 52.53±6.72 (5°C trout) (Hazel et al., 1992). Thus, both major domains of the PM are present and the preparation is reasonably representative of the cell membrane.

We used sonication and density gradient centrifugation to separate the PM into low and high buoyant density fractions. Liver from rainbow trout does not express the protein caveolin (Fig. 2A). Nevertheless, the low density fraction was enriched in molecules characteristic of lipid microdomains, including cholesterol(Fig. 3A Table 1) and both theβ 2 adrenergic receptor and adenylyl cyclase(Fig. 2B,C). These three molecules have been reported to be lipid microdomain enriched in other systems(Ostrom et al., 2001 Rybin et al., 2000 Xiang et al., 2002). Furthermore, the low density fraction was substantially depleted in the βsubunit of the insulin receptor, which is also consistent with previous observations (Mastick et al.,1995 Ohira et al.,2000). The even distribution of the protein clathrin among PM,RDPM and raft in our system is surprising since it is not associated with raft or caveolae microdomains (Razani and Lisanti, 2001). However, unlike all other proteins examined in this study, clathrin is not an integral membrane protein and can be separated from membranes by gentle dissociation(Keen et al., 1979). Therefore, it is possible that the sonication step used in separating the fractions acted to redistribute the protein among all membrane particles present in the preparation. Regardless, the weight of evidence suggests that this method separates trout liver PM into biochemically distinct fractions,including a low buoyant density fraction consistent with lipid microdomains. As this membrane fraction lacks caveolae, we will refer to it operationally as raft-enriched PM (raft) and the high buoyant fraction as raft-depleted PM(RDPM).

The discovery that the PM of most cells is not homogenous, but contains microdomains with distinct compositions, presents an opportunity for the re-examination of membrane thermal acclimation. In response to changing environmental temperatures, poikilotherms substantially alter the lipid composition of the PM (Hazel,1997). Many studies have sought to rationalize these compositional changes as mechanisms of homeostasis for specific physical properties, notably hydrophobic region fluidity/order (homeoviscous adaptation), with the implication that critical functions are sensitive to these properties(Hazel, 1997). However, these studies have examined the PM as a whole. It is possible that the compositions of different regions of the PM are altered in different ways during thermal acclimation. Furthermore, microdomains form as a result of a separation of liquid-ordered (Lا raft) and liquid-disordered (LدRDPM) phases within the membrane (Ahmed et al., 1997). Since lipid phase behavior is temperature sensitive,it is reasonable to hypothesize that acute changes in temperature could disrupt raft structure and the function of raft-targeted proteins. Consequently, acclimatory compositional changes of the PM may be aimed at stabilizing raft structure against thermal perturbation. Therefore, we sought to determine what general compositional changes occur in raft and RDPM portions of the PM during thermal acclimation. We measured the cholesterol,phospholipid and total protein content of raft, RDPM and total PM of livers from cold- and warm-acclimated trout.

Rafts from both acclimation groups are substantially depleted in total protein compared with PM or RDPM (Table 1). The protein is primarily replaced by an enrichment in phospholipids in the cold-acclimated raft (although cholesterol is also enriched). By contrast, cholesterol accounts for most of the lipid enrichment in warm-acclimated rafts (Fig. 3A,B Table 1). As a result, the cholesterol/phospholipid (Ch/PL) ratio is highly elevated in warm-acclimated raft while the Ch/PL is not changed in cold-acclimated raft compared with its PM source (Fig. 3B). The Ch/PL ratio is probably the most important measure for raft stabilization since it is an interaction between cholesterol and specific lipids, and not cholesterol concentration في حد ذاته, that favors raft formation. This suggests that there are important differences in how rafts are stabilized in cold- and warm-acclimated animals. The data also demonstrate that the increase in cholesterol concentration is larger in raft than in RDPM with acclimation to 20°C (Table 1). Collectively, these data suggest that the compositional changes associated with thermal acclimation are at least partially related to properties specific to raft membrane.

If thermal acclimatory compositional adjustments can be explained in terms of raft stabilization, we would expect that molecular interaction strength(and thus the tendency to form the Lا phase) would be regulated in rafts to offset thermal perturbation. Membrane solubilization by detergent has previously been used to measure this property(Ahmed et al., 1997), but most analyses have failed to appreciate or account for the different stages of detergent–membrane interaction. Detergent molecules added to a membrane suspension are initially incorporated into the bilayer structure, suppressing the free detergent monomer concentration below the critical micelle concentration (CMC Fig. 1A,plates 1, 2). As the membrane saturates, detergent monomer concentration in solution exceeds the CMC, mixed micelles form and the membrane begins to be solubilized (Fig. 1A, plates 3,4) (Lichtenberg et al., 1983). The capacity of a membrane to incorporate detergent monomers is inversely proportional to the lipid–lipid interaction strength in the membrane(Lichtenberg et al., 1979). For example, a Langmuir trough study demonstrated that small increases in lateral pressure, with concomitant increases in lipid cohesion forces,resulted in large decreases in the incorporation of Triton X-100(Nyholm and Slotte, 2001).

We found this interpretation to be well supported in model vesicle studies. The membrane condensing effect of an addition of 30 mol% cholesterol to palmitoyloleoyl phosphatidylcholine (POPC) vesicles was easily detected as a dramatic reduction in the SP (Fig. 4B). Furthermore, myristoylpalmitoyl phosphatidylcholine (MPPC)vesicles saturated with less detergent in the tightly packed gel phase than in the fluid phase (Fig. 4A). Similar results have previously been reported for sphingomyelin vesicles(Patra et al., 1999). A reduction in SP was observed with an increase in temperature up to, but remaining below, the acyl chain melting temperature in MPPC vesicles(Fig. 4A), sphingomyelin vesicles (Patra et al., 1999)and biological membranes (Fig. 7B). Prior to the dramatic decreases in packing density associated with a phase transition, increases in temperature within a phase cause increased membrane lateral pressure (de Kruijff, 1997). This may explain the lowered SP observed in these cases.

Membrane molecular interaction strength also influences the detergent/lipid values necessary to disrupt bilayer morphology and incorporate membrane molecules into mixed micelles (solubilization slopes). For example, a relatively high concentration of detergent was required to fully dissolve the vesicles made of POPC and 30 mol% cholesterol, producing a shallow solubilization slope (Fig. 5B). As predicted, the solubilization slope produced during dissolution of the more loosely packed POPC vesicles was comparatively steep. However, this measure tends to be less informative than SPs since this process is much more sensitive to variables other than molecular interaction strength. For example,the CMC of Triton X-100 is temperature sensitive(Elworthy et al., 1968a) and,contrary to prediction, the solubilization slopes for MPPC vesicles are much steeper in the gel phase compared with the fluid phase(Fig. 5A). Furthermore, the ability of detergent micelles to incorporate lipids, a property known as maximum additive concentration, is strongly dependent on the molecular species to be solubilized (Elworthy et al.,1968b). This complicates the interpretation of these data collected on biochemically distinct fractions.

Nevertheless, differences in solubilization slope between raft and RDPM are probably responsible for the detergent resistance of rafts, which is widely observed and commonly used in their isolation. The most commonly used detergent-based raft isolation method exposes isolated PM to Triton X-100 at 4°C and floats the remaining undissolved raft-enriched membrane on a sucrose density gradient (Brown and Rose,1992). In the current study, raft membranes produced lower normalized optical densities than either PM or RDPM at most detergent concentrations (Fig. 6). This reflects the large differences in the SPs of these membranes but seems contradictory to the use of detergent as a means of raft isolation since it suggests that raft would dissolve more readily than RDPM. However, this is easily resolved when considering the solubilization process of PM as a mixture of raft and RDPM membranes. The PM sample as a whole would become saturated with detergent before the process of solubilization became dominant. This would effectively remove the differences in SPs between raft and RDPM membranes, and the solubilization process would be primarily defined by the process measured by the solubilization slopes of the RDPM and raft. The RDPM fractions had steeper solubilization slopes than the raft or PM in both acclimation groups (Fig. 10). Therefore, RDPM membrane would be more rapidly solubilized, leaving a raft-enriched fraction behind.

The difference in packing strength between raft and RDPM indicated by the solubilization slopes is also evident in the SP data(Fig. 7A). The more shallow solubilization slope and lower SP of raft, compared wiht RDPM, probably reflects the Lا phase of this microdomain. Proteins can be targeted to the Lا phase rafts by modification with saturated lipids that are more soluble in the tightly packed Lا than in the Lدphase (Melkonian et al.,1999). Since the SP (and packing strength) of membrane in either phase is acutely temperature sensitive(Fig. 7B), it is possible that perturbations of this property could influence the targeting of proteins to rafts. Furthermore, differences in packing strength may have functional consequences for the proteins embedded in the membrane. Integral membrane proteins may require a specific range of lateral pressure to allow appropriate flexing without allowing the protein to relax into non-functional conformations (de Kruijff,1997). Finally, a sufficiently large increase in temperature could drive a phase transition, effectively melting Lا phase raft and resulting in mixing with the RDPM membrane. Conversely, a large decrease in temperature could result in accretion of lipids and proteins normally excluded from rafts.

Therefore, we examined the fractions from both acclimation groups at both assay temperatures to determine if membrane packing strength was conserved during thermal acclimation (Fig. 8). In both the PM and RDPM, samples assayed at a common temperature gave similar SPs. As a result, the warm-acclimated samples assayed at 20°C were different from the cold-acclimated samples assayed at 5°C(physiological comparisons Fig. 8, dots). However, this perturbation was not seen in the raft membranes. The SPs of the warm-acclimated rafts were substantially up-shifted with respect to the cold-acclimated rafts such that there was little difference in this property when examined at physiological temperatures. To our knowledge, this is the first evidence of an apparent regulation of a physical property of a subdomain of the PM. Such regulation would be expected to maintain raft structural integrity and packing properties despite differing thermal environments experienced by the organism.

An increase of assay temperature above the gel–fluid phase transition was detected as a dramatic increase in SP for the MPPC vesicles(Fig. 4). Our observation that an increase in assay temperature from 5°C to 20°C resulted in an يزيد in SP in one raft sample from cold-acclimated fish suggested that rafts from these animals were close to their Lا–Lد melting temperature at 20°C. To test this hypothesis, all samples were assayed at 28°C(Fig. 9). Since RDPM is in the Lد phase, an increase in temperature should not cause an increase in SP. Indeed, there were only small and non-significant SP increases in RDPM from both acclimation groups. By contrast, the SP of the raft samples assayed at 28°C was significantly greater than those measured at 20°C in both acclimation groups. The dramatic increase in SP at 28°C suggests that the raft membranes from both acclimation groups were above their Lا–Lد melting temperature at this temperature. In the plasma membrane, clustered raft proteins and lipids would be expected to mix randomly with RDPM molecules under these conditions.

In conclusion, there is apparent spatial heterogeneity in the response of the PM to thermal change. Compositional changes associated with thermal acclimation are different in the raft and RDPM portions of the PM. Specifically, the ratio of cholesterol to phospholipid is elevated in rafts from warm-acclimated, but not from cold-acclimated, animals compared with their PM sources. Furthermore, there is a conservation of membrane packing strength in the raft, but not the raft-depleted, regions of the PM. This is consistent with a regulation of this physical property, which may have functional consequences for phase-dependent protein targeting. Furthermore,the detergent data suggest that elevated temperature can abolish the Lا/ لد phase separation responsible for raft structure. The raft-associated compositional changes observed may also function to stabilize these microdomains.


شاهد الفيديو: عجلات الطائرة لم تفتح على المدرج شاهد ماذا حدث (ديسمبر 2022).